2. 洛阳职业技术学院, 洛阳 471003;
3. 河南省农业科学院动物免疫学重点实验室, 农业部动物免疫学重点实验室, 河南省动物免疫学重点实验室, 郑州 450002
, DING Ke1
, JIA Yanyan1, YU Chuan1, HE Lei1, LIAO Chengshui1, LI Jing1, ZHANG Chunjie1, LI Yinju1, WU Tingcai1, CHENG Xiangchao1,2, MENG Kaikai1, ZHANG Jin1, YU Zuling1, ZHOU Ziyu1,3, LUO Jun1,3
2. Luoyang Vocational and Technical College, Luoyang 471023, China;
3. Key Laboratory of Animal Immunology of Henan Academy of Agricultural Sciences, Key Laboratory of Animal Immunology of Ministry of Agriculture, Key Laboratory of Animal Immunology in Henan Province, Zhengzhou 450002, China
马立克病(Marek’ s disease，MD)是由隶属于疱疹病毒的马立克病毒(Marek’s disease virus, MDV)感染鸡后引起的一种以淋巴组织增生为主要特征的肿瘤性疾病，且MDV诱导肿瘤的发生可以用疫苗进行有效预防[1-2]。因此，MDV可作为研究肿瘤性疾病理想的动物模型。
MD的致病过程可以分为4个阶段，早期的溶细胞感染阶段、潜伏感染阶段、二次溶细胞感染阶段和淋巴瘤形成阶段[3-4]。在早期溶细胞感染阶段(2-7 days post infection, 2-7 dpi)，MDV导致B细胞和少量CD4+T淋巴细胞和CD8+T淋巴细胞发生溶细胞感染，并伴随短暂的免疫抑制[5]。MDV的潜伏感染阶段(6~7 dpi)主要是在早期溶细胞感染阶段活化的CD4+T淋巴细胞内建立潜伏感染，在此阶段，病毒的基因组持续存在于宿主细胞里，没有病毒抗原或肿瘤抗原的表达，也没有感染性病毒的生产[6-7]。MDV的二次溶细胞感染(10~14 dpi)主要发生在羽毛囊上皮细胞，在此阶段，潜伏感染的MDV重新激活，复制力增强，并引起发生二次免疫抑制[8-11]。随后，MDV导致鸡CD4+T淋巴细胞发生淋巴瘤，进入淋巴瘤转化阶段，在此阶段，MDV能导致感染鸡的不同组织发生CD4+T淋巴细胞增生性肿瘤[12]。
肿瘤的发生发展过程可能受到肿瘤细胞的各种细胞成分和/或肿瘤微环境因素的影响，肿瘤微环境是由多种非恶性间质细胞和炎性细胞因子组成，它们在肿瘤的发生、发展中起关键作用[13-16]。转化生长因子β (transforming growth factor β，TGFβ)是一种分泌性、炎症性细胞因子，它可以通过激活多个细胞内途径而调控细胞的分化、增殖过程，在组织动态平衡中起着至关重要的作用[17-18]。已有研究表明，TGFβ与肿瘤细胞的增殖、分化、凋亡、转移等多种生物学过程密不可分，在肿瘤发生发展中发挥重要地致癌或抑癌功能[19-20]，TGFβ信号通路分子对肿瘤的调控作用是目前学术界研究热点之一[21-24]。TGFβ1是TGFβ其中一个亚型，可参与调节生物体内多种生物学功能，包括细胞的增殖、迁移、黏附、存活、分化和浸润和肿瘤的免疫抑制和免疫逃避，TGFβl异常表达可引起包括癌症在内的多种疾病的发生[25-27]。研究发现，TGFβ1可以促进乳腺癌干细胞的自我更新、入侵和迁移能力，增强干细胞的特性，在乳腺癌的发展中起着重要的作用[28-29]。目前，还不明确MDV感染鸡淋巴瘤发生过程中TGFβ1具有什么样的作用。
因此，为了探求TGFβ1在MD淋巴瘤发生中对转化的CD4+T淋巴瘤的功能，本研究利用MDV转化的淋巴细胞系MSB1细胞为模型，通过在MDCC-MSB1细胞中过表达和抑制表达TGFβ1，检测TGFβ1对MDCC-MSB1细胞增殖、细胞周期、细胞凋亡、迁移、侵袭能力的影响，为揭示TGFβ1在MDV致瘤过程中的作用提供新的科学依据。
1 材料与方法 1.1 材料1.1.1 细胞与质粒 MDCC-MSB1细胞、鸡TGFβ1过表达NC(pDC316-mCMV-ZsGreen质粒)和鸡TGFβ1干扰表达NC(pG1.2质粒)为河南科技大学动物疫病与公共卫生重点实验室保存；鸡TGFβ1过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1、鸡TGFβ1干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1由河南科技大学动物疫病与公共卫生重点实验室构建并保存。
1.1.2 主要试剂和耗材 转染试剂LipofectamineTM2000、Trizol RNA提取试剂购自Invitrogen公司，RNA酶抑制剂购自TransGen公司；HiScript反逆转录酶、SYBR Green Master Mix、50×ROX Reference Dye 2购自Vazyme公司；CCK-8细胞增殖检测试剂盒购于碧云天生物技术有限公司；AnnexinV-APC/7-AAD细胞凋亡检测试剂盒购于南京凯基生物有限公司；24孔板Transwell购自Corning公司；Penicillin-Streptomycin Solution购自Hyclone公司；RPMI 1640培养基、胎牛血清(FBS)均购于Gibco公司；胰蛋白胨磷酸肉汤(TPB)购自Sigma公司，其他试剂均为国产分析纯。
1.1.3 主要仪器 CO2恒温培养箱(日本Sanyo公司)，倒置显微镜(日本Olympus公司)，NanoDrop ND-2000超微量核酸蛋白测定仪(美国Thermo公司)，ABI7900荧光定量PCR仪(美国ABI公司)，酶标仪(美国Thermo公司)，流式细胞仪(美国Beckman公司)等。
1.2 方法1.2.1 荧光定量PCR引物的设计与合成 根据GenBank中鸡TGFβ1的核苷酸序列(JQ423909.1)，用Primer 5.0软件设计鸡TGFβ1的荧光定量PCR扩增引物，同时设计内参鸡GAPDH(NM_204305.1)的荧光定量PCR引物(表 1)，引物送生工生物工程(上海)有限公司合成。
|
表 1 Real-time PCR引物序列 Table 1 Real-time PCR primer sequences |
1.2.2 MDCC-MSB1细胞培养和质粒转染 用含10% FBS、1% Penicillin-Streptomycin Solution和10% TPB的RPMI1640培养基将处于对数生长期、生长状态良好的MDCC-MSB1细胞调整细胞密度到2.5×105·mL-1，接种6孔细胞培养板，每孔2 mL细胞悬液，置于5% CO2、37 ℃恒温培养箱培养过夜。根据LipofectamineTM2000转染试剂操作说明，将过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1、过表达NC(pDC316-mCMV-ZsGreen质粒)、干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1及干扰表达NC(pG1.2质粒)转染MDCC-MSB1细胞，6 h后更换为含10% FBS、1% Penicillin-Streptomycin Solution和10% TPB的RPMI1640培养液，并在转染后48 h收集细胞，进行TGFβ1的表达检测及相关功能性试验。
1.2.3 SYBR Green Real-time PCR检测MDCC-MSB1细胞中鸡TGFβ1的表达水平 于转染后48 h收集各转染组的细胞，提取细胞总RNA后，取1 μg的总RNA进行反转录，然后用表 1中的特异性的荧光定量PCR引物进行相应基因的SYBR Green Real-time PCR试验。反转录反应体系：5× Hiscript Buffer 4 μL，Hiscript Reverse Transcriptase 1 μL，Ribonuclease Inhibitor 0.5 μL，dNTP (2.5 mmol·L-1) 4 μL，Oligo (dT) 18 (10 μmol·L-1) 2 μL，RNA 1 μg，用Rnase free water补足到总体积为20 μL；反转录条件：25 ℃ 5 min，50 ℃ 15 min，85 ℃ 5 min，4 ℃ 10 min。Real-time PCR反应体系：2×SYBR Green Master Mix 10 μL，cForward primer (10 μmol·L-1) 0.4 μL，Reverse Primer (10 μmol·L-1) 0.4 μL，50×ROX Reference Dye 2 0.4 μL，DNA(6倍稀释)4 μL，去离子水补足至总体积为20 μL；反应条件：50 ℃2 min，95 ℃5 min；95 ℃ 30 s，60 ℃30 s，共40个循环。鸡GAPDH基因作为内参。采用2-ΔΔCt法分析试验数据，比较各转染组细胞中TGFβ1相对表达量的差异。
1.2.4 CCK-8法检测MDCC-MSB1细胞的生长能力 将转染过表达质粒pDC316-mCMV -Gallus-TGFβ1、干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1及其相应对照的MDCC-MSB1细胞，以5 × 103个·孔-1的细胞数接种于96孔细胞板，每组3个重复，设仅有培养基的孔为空白对照。分别再继续培养24、48、72 h，按文献[30]方法检测并分析、绘制各组细胞的生长曲线。
1.2.5 流式细胞术检测MDCC-MSB1细胞周期 将MDCC-MSB1细胞分别转染过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1、干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1及相应阴性对照(过表达NC和干扰表达NC)，于转染后48 h，收集各组细胞，按照文献[30]方法进行细胞周期检测，统计分析并绘制细胞各期分布图。
1.2.6 流式细胞术检测MDCC-MSB1的凋亡 将MDCC-MSB1细胞分别转染过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1、干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1及其相应对照，于转染后48 h，收集各组细胞，按照文献[30]方法进行细胞凋亡检测。
1.2.7 Transwell检测MDCC-MSB1细胞的迁移与侵袭 将MDCC-MSB1细胞分别转染过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1、干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1及其相应对照，于转染后48 h收集各组细胞，按照文献[30]方法进行细胞迁移与侵袭能力的检测。
1.2.8 数据分析 采用SPSS18.0软件One-Way分析或t-test进行统计学处理，用Graphpad Prism7.0软件作图，数据以“平均值±标准差(x±s)”表示，P＜0.05用*表示，P＜0.01用**表示。
2 结果 2.1 过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1、干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1分别上调或下调MDCC-MSB1中TGFβ1的表达水平MDCC-MSB1细胞分别转染过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1、干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1及相应对照后48 h，实时荧光定量PCR检测MDCC-MSB1细胞中TGFβ1 mRNA的表达水平。结果显示，转染过表达质粒组的TGFβ1的表达量显著高于TGFβ1过表达NC组(P＜0.01，图 1A)，转染干扰表达质粒组TGFβ1的表达量显著低于TGFβ1干扰表达NC组( P＜0.01，图 1B)。
|
A. TGFβ1过表达；B. TGFβ1干扰表达 A. TGFβ1 overexpression; B. TGFβ1 interference expression 图 1 实时荧光定量PCR检测TGFβ1在MDCC-MSB1细胞中的表达 Fig. 1 The expression of TGFβ1 in MDCC-MSB1 cells by Real-time quantitative PCR |
MDCC-MSB1细胞转染过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1、干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1及其相应对照后，采用CCK-8法检测各组细胞增殖能力的变化。结果显示，与其阴性对照组相比，在转染后24 h，过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1转染组MDCC-MSB1细胞的增殖水平显著下降(P＜0.05)，在转染后48~72 h，过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1转染组MDCC-MSB1细胞的增殖水平显著下降(P＜0.01) (图 2A)；在转染后24和72 h，干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1转染组MDCC-MSB1细胞的增殖水平显著增强(P＜0.05)，在转染后48 h，干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1转染组MDCC-MSB1细胞的增殖水平显著增强(P＜0.01) (图 2B)。
|
A. TGFβ1过表达组；B. TGFβ1干扰表达组 A. TGFβ1 overexpression group; B. TGFβ1 interference expression group 图 2 TGFβ1对MDCC-MSB1细胞增殖的影响 Fig. 2 Effects of TGFβ1 on the proliferation of MDCC-MSB1 cells |
MDCC-MSB1细胞转染过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1、干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1及其相应对照后，采用流式细胞术检测各组细胞周期的变化。结果显示，TGFβ1过表达质粒转染组与TGFβ1过表达NC转染组相比，MDCC-MSB1细胞的G1期细胞分布增加，S期和G2期细胞分布减少(P＜0.05) (图 3A~C)；TGFβ1干扰表达质粒转染组与TGFβ1干扰表达NC转染组相比，MDCC-MSB1细胞的G1期细胞分布减少(P＜0.05)，S期和G2期细胞分布均极显著增加(P＜0.01) (图 3D~F)。
|
A. TGFβ1过表达NC组；B. TGFβ1过表达组；C. TGFβ1过表达组及TGFβ1过表达NC组数值统计；D. TGFβ1干扰表达NC组；E. TGFβ1干扰表达组；F. TGFβ1干扰表达及TGFβ1干扰表达NC组数值统计。*. P＜0.05；**. P＜0.01 A. TGFβ1 overexpression NC group; B TGFβ1 overexpression group.; C. The numerical statistics of the TGFβ1 overexpression and TGFβ1 overexpression NC; D. TGFβ1 interference expression NC group; E. TGFβ1 interference expression group; F. The numerical statistics of the TGFβ1 interference expression group and TGFβ1 interference expression NC group. *. P < 0.05;**. P < 0.01 图 3 TGFβ1对MDCC-MSB1细胞周期的影响 Fig. 3 Effects of TGFβ1 on the cell cycle of MDCC-MSB1 cells |
MDCC-MSB1细胞转染过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1、干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1及其相应对照后，采用流式细胞术检测各组细胞凋亡的变化。结果显示，过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1转染组与TGFβ1过表达NC转染组相比，凋亡细胞比例极显著增加(P＜0.01，图 4A~C )，干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1转染组与TGFβ1干扰表达NC转染组相比，凋亡细胞比例差异不显著(P＞0.05，图 4 D~F)。
|
A. TGFβ1过表达NC组；B. TGFβ1过表达组；C. TGFβ1过表达组及TGFβ1过表达NC组数值统计；D. TGFβ1干扰表达NC组；E. TGFβ1干扰表达组；F. TGFβ1干扰表达及TGFβ1干扰表达NC组数值统计。**. P＜0.01 A. TGFβ1 overexpression NC group; B TGFβ1 overexpression group.; C. The numerical statistics of the TGFβ1 overexpression and TGFβ1 overexpression NC; D. TGFβ1 interference expression NC group; E. TGFβ1 interference expression group; F. The numerical statistics of the TGFβ1 interference expression group and TGFβ1 interference expression NC group. **. P < 0.01 图 4 TGFβ1对MDCC-MSB1细胞凋亡的影响 Fig. 4 Effects of TGFβ1 on the apoptosis of MDCC-MSB1 cells |
MDCC-MSB1细胞转染过表达质粒pDC316-mCMV-Gallus-TGFβ1、干扰表达质粒pG1.2-Gallus-TGFβ1及其相应对照后，采用Transwell检测各组细胞迁移、侵袭能力的变化。结果显示，与TGFβ1过表达NC转染组相比，TGFβ1过表达质粒转染组MDCC-MSB1细胞的迁移、侵袭能力均显著下降(P＜0.05，图 5A、C)；与TGFβ1干扰表达NC转染组相比，TGFβ1干扰质粒转染组MDCC-MSB1细胞的迁移、侵袭能力均显著增加(P ＜0.05，图 5B、D)。
|
A. TGFβ1过表达对迁移的影响；B. TGFβ1干扰表达对迁移的影响；C. TGFβ1过表达对侵袭的影响；D. TGFβ1干扰表达对侵袭的影响。*. P＜0.05 A. Effect of TGFβ1 overexpression on migration; B Effect of TGFβ1 interference expression on migration; C. Effect of TGFβ1 overexpression on invasion; D. Effect of TGFβ1 interference expression on invasion. *. P < 0.05 图 5 TGFβ1对MDCC-MSB1细胞迁移、侵袭的影响 Fig. 5 Effects of TGFβ1 on the migrate and invasion of MDCC-MSB1 cells |
TGFβ 1是TGFβ的一个亚型，是一种具有多种生理和免疫调节功能的多效性细胞因子，对维持细胞内稳态和组织完整性至关重要[18]。TGFβ 1表达和活性的异常调节会产生严重的病理后果，并导致多种疾病状态，包括许多癌症，有助于癌症进程的各个方面[25, 31-32]。早期的研究认为TGFβ1对细胞生长有抑制作用，它可通过抑制c-Myc的表达、改变CDK的表达和活性来抑制多种细胞增殖[33-35]。近年来，研究表明，TGFβ1在肿瘤发生的晚期起着促进作用，阻断TGFβ1信号可以降低肿瘤细胞生存和迁移能力，增加其凋亡[36]。如，TGFβ1可抑制卵巢颗粒细胞瘤细胞凋亡而增加其生存能力，抑制TGFβ1可诱导细胞凋亡，抑制其生存[37]。干扰TGFβ1的表达可显著抑制间变性甲状腺癌细胞迁移、侵袭和增殖，增加凋亡[38]。研究表明，TGFβ通过两个跨膜丝氨酸-苏氨酸激酶受体TGFβR1和TGFβR2参与肿瘤发生的各个方面，在肿瘤的发生过程中TGFβ通过组织微环境Smad和非Smad通路促进或抑制肿瘤发生[39]。本研究荧光定量PCR检测结果显示，转染TGFβ1过表达质粒后，MDCC-MSB1细胞中TGFβ1的表达水平显著上调，转染TGFβ1干扰表达质粒后TGFβ1表达水平显著下调，表明可以采用转染TGF-β1过表达质粒和干扰表达质粒继续进行TGFβ1对MDCC-MSB1细胞增殖、凋亡、迁移与侵袭影响的检测。随后，在TGFβ1过表达和抑制表达的基础上，本研究分别检测了MDCC-MSB1细胞增殖、细胞周期和凋亡、细胞迁移和侵袭。结果显示，上调TGFβ1表达，可显著抑制MDCC-MSB1细胞的增殖，并且使G1期细胞分布增加、S期和G2期细胞的分布减少、细胞凋亡增加、细胞的迁移和侵袭能力下降；相反，抑制TGFβ1表达，可显著促进MDCC-MSB1细胞的增殖，使G1期细胞分布减少、S期和G2期增加、细胞凋亡减少、迁移和侵袭能力增强。这些结果表明，TGFβ1可抑制MDV转化的T淋巴细胞系MDCC-MSB1细胞增殖、迁移和侵袭，促进其凋亡。而在前期的研究中，Chi等[40]发现MDV1-miR-M4可以靶向宿主潜伏转化生长因子β结合蛋白1(latent TGF-β binding protein 1，LTBP1)而抑制TGFβ通路的信号传递，促进细胞增殖。这些结果表明，MDV诱导肿瘤发生受多种因子的影响，在MD肿瘤发生过程中，TGFβ1信号对MDCC-MSB1肿瘤细胞的作用可能受到其他多种分子的调控。因此，还需进一步从调控TGFβ1分子及其通路方面研究其对MDCC-MSB1细胞增殖、凋亡、迁移和侵袭能力的影响，以探求在MD肿瘤发生过程中基于TGF-β1的调控机制。
4 结论鸡TGFβ1可抑制MDCC-MSB1细胞增殖、迁移与侵袭，促进其凋亡。
| [1] | BUCKMASTER A E, SCOTT S D, SANDERSON M J, et al. Gene sequence and mapping data from Marek's disease virus and herpesvirus of turkeys:implications for herpesvirus classification[J]. J Gen Virol, 1988, 69(8): 2033–2042. DOI: 10.1099/0022-1317-69-8-2033 |
| [2] | DUNN J R, BLACK PYRKOSZ A, STEEP A, et al. Identification of Marek's disease virus genes associated with virulence of US strains[J]. J Gen Virol, 2019, 100(7): 1132–1139. DOI: 10.1099/jgv.0.001288 |
| [3] | OSTERRIEDER N, KAMIL J P, SCHUMACHER D, et al. Marek's disease virus:from miasma to model[J]. Nat Rev Microbiol, 2006, 4(4): 283–294. DOI: 10.1038/nrmicro1382 |
| [4] | NAIR V. Evolution of Marek's disease-a paradigm for incessant race between the pathogen and the host[J]. Vet J, 2005, 170(2): 175–183. DOI: 10.1016/j.tvjl.2004.05.009 |
| [5] | CALNEK B W, SCHAT K A, ROSS L J N, et al. Further characterization of Marek's disease virus-infected lymphocytes. Ⅱ. In vitro infection[J]. Int J Cancer, 1984, 33(3): 399–406. |
| [6] | ABDUL-CAREEM M F, HUNTER B D, LEE L F, et al. Host responses in the bursa of Fabricius of chickens infected with virulent Marek's disease virus[J]. Virology, 2008, 379(2): 256–265. DOI: 10.1016/j.virol.2008.06.027 |
| [7] | SHEK W R, CALNEK B W, SCHAT K A, et al. Characterization of Marek's disease virus-infected lymphocytes:discrimination between cytolytically and latently infected cells[J]. J Natl Cancer Inst, 1983, 70(3): 485–491. |
| [8] | ABDUL-CAREEM M F, HUNTER B D, SARSON A J, et al. Host responses are induced in feathers of chickens infected with Marek's disease virus[J]. Virology, 2008, 370(2): 323–332. DOI: 10.1016/j.virol.2007.09.013 |
| [9] | ABDUL-CAREEM M F, READ L R, PARVIZI P, et al. Marek's disease virus-induced expression of cytokine genes in feathers of genetically defined chickens[J]. Dev Comp Immunol, 2009, 33(4): 618–623. DOI: 10.1016/j.dci.2008.11.003 |
| [10] | COUTEAUDIER M, DENESVRE C. Marek's disease virus and skin interactions[J]. Vet Res, 2014, 45(1): 36. DOI: 10.1186/1297-9716-45-36 |
| [11] | CALNEK B W, ADLDINGER H K, KAHN D E. Feather follicle epithelium:a source of enveloped and infectious cell-free herpesvirus from Marek's disease[J]. Avian Dis, 1970, 14(2): 219–233. |
| [12] | SCHAT K A, CHEN C L, CALNEK B W, et al. Transformation of T-lymphocyte subsets by Marek's disease herpesvirus[J]. J Virol, 1991, 65(3): 1408–1413. DOI: 10.1128/JVI.65.3.1408-1413.1991 |
| [13] | LIU S, CHEN S, ZENG J. TGF-β signaling:a complex role in tumorigenesis (Review)[J]. Mol Med Rep, 2018, 17(1): 699–704. |
| [14] | APONTE-LÓPEZ A, FUENTES-PANANÁ E M, CORTES-MUÑOZ D, et al. Mast cell, the neglected member of the tumor microenvironment:role in breast cancer[J]. J Immunol Res, 2018, 2018: 2584243. |
| [15] | MITTAL S, BROWN N J, HOLEN I. The breast tumor microenvironment:role in cancer development, progression and response to therapy[J]. Expert Rev Mol Diagn, 2018, 18(3): 227–243. |
| [16] | YU T J, DI G H. Role of tumor microenvironment in triple-negative breast cancer and its prognostic significance[J]. Chin J Cancer Res, 2017, 29(3): 237–252. DOI: 10.21147/j.issn.1000-9604.2017.03.10 |
| [17] | NARKHEDE A A, SHERWOOD J A, ANTONE A, et al. Role of surface chemistry in mediating the uptake of ultrasmall iron oxide nanoparticles by cancer cells[J]. ACS Appl Mater Interfaces, 2019, 11(19): 17157–17166. DOI: 10.1021/acsami.9b00606 |
| [18] | CLARK D A, COKER R. Molecules in focus transforming growth factor-beta (TGF-β)[J]. Int J Biochem Cell Biol, 1998, 30(3): 293–298. DOI: 10.1016/S1357-2725(97)00128-3 |
| [19] | IKUSHIMA H, MIYAZONO K. TGFβ signalling:a complex web in cancer progression[J]. Nat Rev Cancer, 2010, 10(6): 415–424. DOI: 10.1038/nrc2853 |
| [20] | DERYNCK R, AKHURST R J, BALMAIN A. TGF-β signaling in tumor suppression and cancer progression[J]. Nat Genet, 2001, 29(2): 117–129. DOI: 10.1038/ng1001-117 |
| [21] |
陈玉红, 狄翠霞, 张倩婧, 等. TGF-β/Smads信号传导通路在肿瘤中的作用[J]. 生理科学进展, 2018, 49(3): 187–192.
CHEN Y H, DI C X, ZHANG Q Q, et al. The role of TGF-β/Smads signal transduction pathways in tumors[J]. Progress in Physiological Sciences, 2018, 49(3): 187–192. (in Chinese) |
| [22] | YANG L, PANG Y L, MOSES H L. TGF-β and immune cells:an important regulatory axis in the tumor microenvironment and progression[J]. Trends Immunol, 2010, 31(6): 220–227. DOI: 10.1016/j.it.2010.04.002 |
| [23] | UNGEFROREN H, GIESELER F, KAUFMANN R, et al. Signaling crosstalk of TGF-β/ALK5 and PAR2/PAR1:a complex regulatory network controlling fibrosis and cancer[J]. Int J Mol Sci, 2018, 19(6): 1568. DOI: 10.3390/ijms19061568 |
| [24] | PAPOUTSOGLOU P, LOUIS C, COULOUARN C. Transforming growth factor-beta (TGFβ) signaling pathway in cholangiocarcinoma[J]. Cells, 2019, 8(9): 960. DOI: 10.3390/cells8090960 |
| [25] | GORDON K J, BLOBE G C. Role of transforming growth factor-β superfamily signaling pathways in human disease[J]. Biochim Biophys Acta, 2008, 1782(4): 197–228. DOI: 10.1016/j.bbadis.2008.01.006 |
| [26] | MASSAGUÉ J. How cells read TGF-β signals[J]. Nat Rev Mol Cell Biol, 2000, 1(3): 169–178. |
| [27] | ROBERTS A B, WAKEFIELD L M. The two faces of transforming growth factor β in carcinogenesis[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2003, 100(15): 8621–8623. DOI: 10.1073/pnas.1633291100 |
| [28] | AULA H, SKYTTÄ T, TUOHINEN S, et al. Decreases in TGF-β1 and PDGF levels are associated with echocardiographic changes during adjuvant radiotherapy for breast cancer[J]. Radiat Oncol, 2018, 13(1): 201. DOI: 10.1186/s13014-018-1150-7 |
| [29] | ZU X Y, ZHONG J, TAN J J, et al. TGF-β1 induces HMGA1 expression in human breast cancer cells:implications of the involvement of HMGA1 in TGF-β signaling[J]. Int J Mol Med, 2015, 35(3): 693–701. DOI: 10.3892/ijmm.2015.2062 |
| [30] |
余祖华, 丁轲, 郁川, 等. gga-miR-155对MDCC-MSB1细胞生物学行为的影响[J]. 畜牧兽医学报, 2018, 49(11): 2496–2504.
YU Z H, DING K, YU C, et al. Effect of gga-miR-155 on the biological behavior of MDCC-MSB1 cells[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2018, 49(11): 2496–2504. (in Chinese) |
| [31] | SHARIAT S F, KIM J H, ANDREWS B, et al. Preoperative plasma levels of transforming growth factor β1 strongly predict clinical outcome in patients with bladder carcinoma[J]. Cancer, 2001, 92(12): 2985–2992. DOI: 10.1002/1097-0142(20011215)92:12<2985::AID-CNCR10175>3.0.CO;2-5 |
| [32] | CHEN J L, WALTON K L, HAGG A, et al. Specific targeting of TGF-β family ligands demonstrates distinct roles in the regulation of muscle mass in health and disease[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2017, 114(26): E5266–E5275. |
| [33] | TUCKER R F, SHIPLEY G D, MOSES H L, et al. Growth inhibitor from BSC-1 cells closely related to platelet type beta transforming growth factor[J]. Science, 1984, 226(4675): 705–707. DOI: 10.1126/science.6093254 |
| [34] | PIETENPOL J A, HOLT J T, STEIN R W, et al. Transforming growth factor beta 1 suppression of c-myc gene transcription:role in inhibition of keratinocyte proliferation[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 1990, 87(10): 3758–3762. DOI: 10.1073/pnas.87.10.3758 |
| [35] | PILLAIRE M J, CASAGRANDE F, MALECAZE F, et al. Regulation by transforming growth factor-β1 of G1 cyclin-dependent kinases in human retinal epithelial cells[J]. Exp Eye Res, 1999, 68(2): 193–199. DOI: 10.1006/exer.1998.0583 |
| [36] | MURAOKA R S, DUMONT N, RITTER C A, et al. Blockade of TGF-β inhibits mammary tumor cell viability, migration, and metastases[J]. J Clin Invest, 2002, 109(12): 1551–1559. DOI: 10.1172/JCI0215234 |
| [37] | MANSOURI-ATTIA N, TRIPURANI S K, GOKUL N, et al. TGFβ signaling promotes juvenile granulosa cell tumorigenesis by suppressing apoptosis[J]. Mol Endocrinol, 2014, 28(11): 1887–1898. DOI: 10.1210/me.2014-1217 |
| [38] | SUN W H, XU Y Y, ZHAO C, et al. Targeting TGF-β1 suppresses survival of and invasion by anaplastic thyroid carcinoma cells[J]. Am J Transl Res, 2017, 9(3): 1418–1425. |
| [39] | SEOANE J, GOMIS R R. TGF-β family signaling in tumor suppression and cancer progression[J]. Cold Spring Harb Perspect Biol, 2017, 9(12): a022277. DOI: 10.1101/cshperspect.a022277 |
| [40] | CHI J Q, TENG M, YU Z H, et al. Marek's disease virus-encoded analog of microRNA-155 activates the oncogene c-Myc by targeting LTBP1 and suppressing the TGF-β signaling pathway[J]. Virology, 2015, 476: 72–84. DOI: 10.1016/j.virol.2014.11.027 |