畜牧兽医学报  2019, Vol. 50 Issue (10): 2061-2069. DOI: 10.11843/j.issn.0366-6964.2019.10.012    PDF    
山羊副流感病毒3型通过Caspase途径诱导气管上皮细胞凋亡
廖政1,3, 李基棕1,2, 肖芳1,3, 钟纯燕1,3, 杨蕾蕾1, 毛立1, 李文良1, 孙敏1, 主性3, 嵇辛勤3, 张纹纹1, 刘茂军1     
1. 江苏省农业科学院兽医研究所, 兽医诊断检测重点实验室, 农业部兽用生物制品工程技术重点实验室, 南京 210014;
2. 临沂大学药学院, 临沂 276000;
3. 贵州大学动物科学学院, 贵阳 550025
摘要:旨在揭示山羊副流感病毒3型(CPIV3)感染气管上皮细胞后是否可诱导细胞发生凋亡,并对细胞凋亡的信号通路进行初步探究。本研究将CPIV3病毒液接种气管上皮细胞,在12、24、36、48、72和96 h收集培养物上清检测病毒增殖滴度;通过形态学观察CPIV3诱导气管上皮细胞病变(CPE)情况;采用Annexin V-FITC/PI双染细胞凋亡检测试剂盒和Caspase-3、Caspase-8和Caspase-9活性检测试剂盒检测凋亡水平及相关指标;荧光定量PCR检测细胞凋亡分子mRNA表达水平;Western blot分析激活型Caspase-3蛋白表达变化情况。结果显示,CPIV3在气管上皮细胞中的增殖呈上升趋势,96 h能达到104.50TCID50·mL-1;形态学观察发现,病毒接种后48 h出现细胞收缩变圆、脱落等CPE现象;流式细胞术检测及Caspase活性检测表明,感染组细胞出现细胞凋亡,48 h后细胞凋亡率达19.66%,且Caspase-3、Caspase-8和Caspase-9活性随着时间延长逐渐升高;死亡受体凋亡途径和线粒体凋亡途径细胞凋亡因子mRNA表达上调。Western blot分析揭示,激活型Caspase-3蛋白在病毒感染过程中被活化。本研究证实CPIV3感染可诱导气管上皮细胞凋亡,且Caspase途径在病毒诱导细胞凋亡的过程中发挥重要作用。
关键词山羊副流感病毒3型    细胞凋亡    气管上皮细胞    Caspase    
Caprine Parainfluenza Virus Type 3 Induces Apoptosis in Goat Bronchial Epithelial Cells via Caspase-mediated Pathways
LIAO Zheng1,3, LI Jizong1,2, XIAO Fang1,3, ZHONG Chunyan1,3, YANG Leilei1, MAO Li1, LI Wenliang1, SUN Min1, ZHU Xing3, JI Xinqin3, ZHANG Wenwen1, LIU Maojun1     
1. Key Laboratory of Veterinary Diagnosis, Key Laboratory of Veterinary Biological Engineering and Technology of Ministry of Agriculture, Institute of Veterinary Medicine, Jiangsu Academy of Agricultural Sciences, Nanjing 210014, China;
2. School of Pharmacy, Linyi University, Linyi 276000, China;
3. College of Animal Science of Guizhou University, Guiyang 550025, China
Abstract: To investigate the molecular mechanisms of apoptosis in goat bronchial epithelial cells infected with CPIV3 in vitro, the cells were inoculated with CPIV3 JS2013 strain that isolated from the previous study. The cultural supernatants of the cells were harvested at 12, 24, 36, 48, 72 and 96 h post inoculation(hpi), then qRT-PCR and TCID50 assays were conducted to determine CPIV3 proliferation levels. The apoptosis was examined by Annein V-FITC/PI double staining cell apoptosis detection kit; and relevant indicators were detected by Caspase-3, Caspase-8 and Caspase-9 activity detection kit, qRT-PCR assay, and Western blot. The results showed that virus titers increased from 101.80 to 104.50 TCID50·mL-1 at 96 hpi. Observation with inverted microscope showed that CPIV3-infected cells had typical CPE, including shrink and disrupted. Flow cytometry analysis of apoptosis showed that the number of apoptotic cells increased to 19.66% at 48 hpi. Caspases activity assay demonstrated that CPIV3 infection increased the activation of Caspase-3, Caspase-8 and Caspase-9. Meanwhile, the expression levels of intrinsic pathway and extrinsic apoptotic pathway mRNA were increased. In addition, cleaved Caspase-3 was activated in CPIV3-infected cells. These findings indicate that CPIV3 infection could induce apoptosis and the activation of Caspase played important role in apoptosis.
Key words: caprine parainfluenza virus type 3     apoptosis     goat bronchial epithelial cells     Caspase    

山羊副流感病毒3型(caprine parainfluenza virus type 3, CPIV3)属于副黏病毒科呼吸道病毒属的新成员,同属成员还包括人副流感病毒1型和3型(human PIV1、human PIV3)、仙台病毒(Sendai virus, SV)和牛副流感病毒3型(bovine PIV3)[1]。该病原于2013年在江苏省养羊场检测到,发病羊以出现呼吸道症状为主[2]。通过全基因组测序发现,CPIV3与HPIV3、BPIV3的核酸相似性仅为73.3%~75.5%,在遗传进化上处于独立分支[3]。应用建立的荧光定量qRT-PCR方法检测鼻拭子样品,CPIV3的核酸阳性率为44.7%(51/114)[4];用阻断ELISA方法检测血清样品,CPIV3的抗体阳性率为39.3%(1 147/2 919)[5],可见CPIV3在羊群中流行率较高。动物攻毒试验发现,CPIV3感染山羊后引起呼吸道症状,出现咳嗽、流涕和病毒血症,剖检可见肺部实变,而且CPIV3能通过鼻腔和粪便排出体外,随着气溶胶水平传播,使相邻圈舍健康羊感染发病[6]。随后进行致病机制研究,将CPIV3感染的MDBK细胞进行高通量测序发现,240个miRNA在病毒感染中下调,9个miRNA在病毒感染中上调[7];对差异表达的miRNA进行功能研究发现,过表达/抑制表达bta-miR-222能影响CPIV3增殖,并证实了bta-miR-222可调控Ⅰ型干扰素分子通路,为进一步研究CPIV3在宿主细胞中感染复制提供基础资料[8]

细胞凋亡(apoptosis)是机体正常细胞受到生理和病理性刺激后出现的一种自发的、基因控制的及一系列酶参与的死亡过程[9]。病毒感染能够引起细胞凋亡,细胞凋亡是病毒感染引起机体发病的重要原因,与疾病的严重程度呈正相关;同时,细胞凋亡为机体抵抗病毒感染提供的一种有效机制,感染的细胞通过自身裂解干扰病毒的复制[10]。细胞凋亡的启动和传递依赖于细胞内的一系列复杂的分子信号通路,主要包括外源性细胞凋亡通路和内源性细胞凋亡通路,这两条通路分别通过激活Caspase-8和Caspase-9,然后直接活化Caspase-3和Caspase-7,执行细胞凋亡[11]

副黏病毒科成员,如新城疫病毒(NDV)[12-13]、SV[14-15]、犬瘟热病毒(CDV)[16-17]和小反刍兽疫病毒(PPRV)[18]等,均可引起细胞凋亡,其机制亦受到广泛关注。本实验室前期研究发现,CPIV3 JS2013株感染可造成山羊气管纤毛脱落变短[6];另有研究报道,BPIV3[19]和HPIV3[20]感染豚鼠可使气管上皮细胞脱落到气管腔中。因此,推测气管上皮细胞凋亡导致气管纤毛脱落变短。然而,目前CPIV3感染气管上皮细胞是否可诱导细胞凋亡尚无报道。笔者将实验室前期分离的CPIV3 JS2013体外接种气管上皮细胞,对CPIV3 JS2013是否能引起细胞凋亡及相关机制进行初步探究,以期明确CPIV3 JS2013感染气管上皮细胞引起细胞凋亡的信号通路。

1 材料与方法 1.1 病毒与主要试剂

CPIV3 JS2013株和气管上皮细胞均为本实验室分离并保存;Annexin V-FITC/PI双染细胞凋亡检测试剂盒;Caspase-3、Caspase-8和Caspase-9活性检测试剂盒;Caspase抑制剂Z-VAD-FMK均购自上海碧云天生物技术公司;EasyScript One-Step gDNA Removal and cDNA Synthesis SuperMix、EasyScript One-Step RT-PCR SuperMix购自北京全式金生物公司;Caspase-3多抗购自Abcam公司;FITC标记的兔抗鼠荧光二抗购自上海碧云天生物技术公司;ECL化学发光显色试剂盒购自南京诺维赞生物科技有限公司。

1.2 qRT-PCRTCID50检测CPIV3增殖

用Transzol UP试剂提取上清中的总RNA后,使用TaKaRa公司的One Step PrimeScriptTM RT-PCR Kit检测上清中CPIV3核酸含量。使用ABI Step One荧光定量PCR仪进行扩增,qRT-PCR的反应体系和反应条件参照试剂盒说明书进行[4]。所用的引物qCPIV3F、qCPIV3R和探针qCPIV3-probe序列见表 1

表 1 相关引物、探针序列 Table 1 The sequence of primers and probe used in this study

将气管上皮细胞接种96孔板,待细胞长至90%汇合度,用维持液将收获的病毒液进行10倍倍比稀释,然后接种细胞,每孔100 μL,重复4个孔,37 ℃培养3 d,然后观察每个稀释度出现的细胞病变的孔数。按Reed-Muench方法计算病毒TCID50

1.3 CPIV3感染气管上皮细胞与观察

在6孔板中准备气管上皮细胞,待细胞长至90%汇合度时接种1 MOI的CPIV3病毒液。分别于接毒24、48和72 h用倒置显微镜观察细胞形态。对照组加入相同体积的PBS,其他处理相同。

1.4 流式细胞术(FACS)检测细胞凋亡

在6孔板中准备气管上皮细胞,待细胞长至90%汇合度时接种1 MOI的CPIV3病毒液。接毒后48 h收获细胞,PBS洗涤2次,同时设健康细胞对照组。将收获的细胞悬浮于Annexin V-FITC/PI结合缓冲液中,加入5 μL的Annexin V-FITC染色液,轻轻混匀,室温避光孵育15 min,加入10 μL的PI染色液,轻轻混匀,室温避光孵育5 min,上机检测。

1.5 Caspase-3、Caspase-8和Caspase-9活性检测

在6孔板中准备气管上皮细胞,待细胞长至90%汇合度时接种1 MOI的CPIV3病毒液,同时设健康细胞对照组。分别于接毒后24和48 h收获细胞。采用BCA法测定样品的蛋白质浓度。Caspase-3、Caspase-8和Caspase-9活性检测按照试剂盒说明书进行,以酶标仪在405 nm波长处所测定的0 h样品的OD405 nm值为基准,确定各个时间段样品的Caspase相对活性。

1.6 qRT-PCR检测细胞凋亡因子mRNA表达

在24孔板中准备气管上皮细胞,待细胞长至90%汇合度时接种1 MOI的CPIV3病毒液。接毒48 h后收获细胞,用qRT-PCR检测细胞中Fas、TNF-α、Bax、Bcl-2、Caspase-8、Caspase-9和Caspase-3的mRNA水平。同时设立转染NC对照组。

提取收获细胞的总RNA,使用北京全式金生物公司的EasyScript One-Step gDNA Removal and cDNA Synthesis SuperMix和EasyScript One-Step RT-PCR SuperMix进行反转录和qRT-PCR检测。使用ABI Step One荧光定量PCR仪进行扩增,反应体系和反应条件均参照试剂盒说明书进行[8]。以β-actin为内参计算感染组和对照组的细胞凋亡因子mRNA表达量变化,结果以-ΔΔCt表示。所用Fas、TNF-α、Bax、Bcl-2、Caspase-8、Caspase-9、Caspase-3和β-actin的引物见表 1

1.7 Caspase-3蛋白表达的Western blot检测

将收获细胞样品加入Loading Buffer,煮沸10 min使蛋白变性,然后进行SDS-PAGE电泳。用转膜仪将凝胶中的蛋白转印到NC膜上,用BSA将NC膜在4 ℃封闭过夜。PBST洗涤三次后,加入抗Caspase-3兔多克隆抗体作为一抗,4 ℃孵育过夜,PBST洗涤三次后,加入HRP标记的羊抗兔IgG二抗,37 ℃孵育2 h,PBST洗涤三次,加入ECL显色液后进行曝光显色分析。

1.8 抑制细胞凋亡对CPIV3增殖的影响

在24孔板中准备气管上皮细胞,待细胞长至90%汇合度时接种1 MOI的CPIV3病毒液。加入终浓度为0.1 mmol·L-1的Caspase抑制剂Z-VAD-FMK。同时设加入等体积的DMEM对照组。分别在接毒24和48 h后收获细胞上清,用qRT-PCR和TCID50检测CPIV3增殖情况。

1.9 统计分析

本研究所有数据均采用SAS软件进行统计学分析,通过ANOVA、Least significance difference (LSD)方法进行计算。P<0.05时差异显著,用*表示;P<0.01和P<0.001时差异极显著,分别用**和***表示。数据以x±s表示,用Graphpad Prism软件绘制病毒增殖水平、细胞凋亡率、Caspase-3/8/9活性和细胞凋亡分子mRNA等变化趋势图。

2 结果 2.1 CPIV3在气管上皮细胞上的增殖

将病毒接种气管上皮细胞后,分别在12、24、36、48、72和96 h收集培养上清,采用qRT-PCR和TCID50方法检测上清中CPIV3核酸含量和病毒滴度,结果显示,CPIV3感染气管上皮细胞后开始增殖,上清中的病毒含量在24 h出现明显升高,达106.50 copies·mL-1、102.50TCID50·mL-1,12~72 h病毒增殖最快,72 h的病毒载量达109.25 copies·mL-1、104.30TCID50·mL-1,随后72~96 h之间病毒增殖缓慢,96 h的病毒载量为109.36 copies·mL-1、104.50TCID50·mL-1。详见图 1

A.上清中CPIV3核酸含量;B.上清中CPIV3增殖滴度 A. CPIV3 RNA copies in the supernatant; B. Viral titration in the supernatant 图 1 CPIV3感染气管上皮细胞不同时间点的病毒增殖水平 Fig. 1 Detection of CPIV3 proliferation level at different time post infection with CPIV3
2.2 CPIV3感染气管上皮细胞的形态特征

CPIV3接种气管上皮细胞后,利用倒置显微镜进行观察,结果显示,感染24 h时,细胞变圆,相互融合;感染48 h后,CPE较为明显,主要表现为细胞变圆、皱缩、脱落等,且随着时间延长,CPE越明显。健康对照细胞生长正常,轮廓清晰,未见明显CPE。详见图 2

图 2 CPIV3感染气管上皮细胞不同时间点的形态观察(100×) Fig. 2 Observation of bronchial epithelial cells at different time points post CPIV3 infection (100×)
2.3 流式细胞术(FACS)检测细胞凋亡

将收获的细胞用Annexin V-FITC和PI染色液双染,用流式细胞仪检测发现,气管上皮细胞接种CPIV3后出现细胞凋亡,接毒48 h后细胞凋亡率接近20%,正常细胞凋亡率仅为1.60%。详见图 3

***. P<0.001 图 3 CPIV3感染气管上皮细胞48 h的细胞凋亡检测 Fig. 3 Detection of apoptotic percentage of bronchial epithelial cells at 48 h post CPIV3 infection
2.4 Caspase-3、Caspase-8和Caspase-9活性检测

收获接毒后24和48 h的气管上皮细胞进行检测,结果显示,与健康细胞相比,接种CPIV3的气管上皮细胞Caspase-3、Caspase-8和Caspase-9活性在感染后24和48 h出现持续上升,其中Caspase-3上升2~3倍,Caspase-8和Caspase-9上升2倍左右。因此,CPIV3感染气管上皮细胞后,内源性凋亡通路(Caspase-9)和外源性凋亡通路(Caspase-8)均被激活,然后由Caspase-3执行细胞凋亡。详见图 4

**. P<0.01 图 4 CPIV3感染气管上皮细胞中Caspase-3、Caspase-8和Caspase-9活性变化 Fig. 4 Detection of the expression of Caspase-3, Caspase-8 and Caspase-9 in bronchial epithelial cells at 24 and 48 h post CPIV3 infection
2.5 qRT-PCR检测细胞凋亡因子mRNA表达

CPIV3接种气管上皮细胞后,在48 h收集细胞,利用qRT-PCR检测凋亡因子mRNA表达水平。结果显示,CPIV3感染细胞后,死亡受体凋亡途径的Fas、TNF-α和Caspase-9表达量上调(3~6倍);线粒体凋亡途径的Bax/Bcl-2(Bax表达量上调,Bcl-2表达量下调),Caspase-8表达量上调(6~12倍);最后凋亡执行者Caspase-3表达量迅速上调(12倍)。以上结果表明,CPIV3感染气管上皮细胞后,可启动死亡受体凋亡途径和线粒体凋亡途径,导致细胞凋亡。详见图 5

***. P<0.001 图 5 CPIV3感染气管上皮24 h后细胞细胞凋亡因子的检测 Fig. 5 Detection of mRNA levels of apoptosis pathway genes in bronchial epithelial cells at 24 h post CPIV3 infection
2.6 Caspase-3蛋白表达的Western blot检测

对不同时间点CPIV3感染细胞中的Caspase-3蛋白进行Western blot检测,结果发现,随着病毒感染时间的延长Cleaved Caspase-3蛋白逐渐增加,见图 6。结果表明,Caspase-3途径在病毒诱导的细胞凋亡过程中被激活。

图 6 Western blot检测CPIV3感染气管上皮细胞不同时间Cleaved Caspase-3蛋白表达水平 Fig. 6 Western blot analysis of Caspase-3 expression levels in CPIV3-infected bronchial epithelial cells
2.7 抑制细胞凋亡对CPIV3增殖的影响

将CPIV3接种气管上皮细胞,并加入Caspase抑制剂Z-VAD-FMK后,分别在接毒24和48 h收获细胞上清,用qRT-PCR和TCID50检测CPIV3增殖情况。结果显示,加入Caspase抑制剂后在24和48 h均能有效抑制CPIV3增殖(P<0.01),如图 7所示。结果表明,抑制细胞凋亡能有效降低CPIV3的增殖水平。

**. P<0.01 图 7 Caspase抑制剂对CPIV3增殖的抑制作用 Fig. 7 Caspase inhibitor inhibited CPIV3 replication in goat bronchial epithelial cells
3 讨论

CPIV3是2013年在江苏和安徽地区新分离到的病原,该病毒在MDBK细胞中生长速度快,增殖滴度高,且可稳定传代,因此前期试验一直使用MDBK细胞进行研究。然而,CPIV3的靶器官是呼吸器官,使用牛源的细胞系进行研究具有一定局限性。本研究发现,CPIV3能感染原代山羊气管上皮细胞,不同时间收获的培养物上清中病毒滴度呈上升趋势,72 h能达到104.30TCID50·mL-1。形态学观察发现,病毒感染48 h后,气管上皮细胞出现明显的细胞病变,且随着时间延长,CPE越发明显。因此,气管上皮细胞可作为研究CPIV3感染增殖的可靠细胞系。

细胞凋亡是机体重要的抗病毒应答反应,但有些病毒诱导细胞凋亡有利于病毒复制[21]。研究发现,传染性胃肠炎病毒(TGEV)感染PK-15细胞后活化FasL通路和Bax/Bcl-2通路,诱导细胞凋亡,且细胞凋亡和病毒增殖呈正相关[22]。猪血凝性脑脊髓炎病毒(PHEV)依赖Caspase途径诱导PK-15细胞凋亡[23]。Zhao等[24]研究得出,严重急性呼吸道综合征(SARS)是通过病毒的结构蛋白M蛋白和N蛋白诱导人肺成纤维细胞(HPF)凋亡。此前研究发现CPIV3感染MDBK细胞后与凋亡相关的miR-29c和miR-29d-3p出现不同程度的下调[25]。本研究首次揭示了CPIV3感染山羊气管上皮细胞能产生典型的细胞凋亡特征,包括典型的细胞病变(CPE)、凋亡细胞数量增多、Caspase酶活性增加、细胞凋亡因子mRNA表达量上升和Cleaved Caspase-3蛋白激活等现象。

Caspase为天冬半胱氨酸蛋白酶,在细胞凋亡过程中起关键作用。死亡受体通路和线粒体通路是激活Caspase的两个主要途径。研究发现,丙型肝炎病毒(HCV)[26]和登革热病毒(DENV)[27]通过激活死亡受体通路的Fas/FasL受体诱导细胞凋亡并促进病毒感染;SARS病毒[28]和EB病毒(Epstein-Barr virus)[29]通过与线粒体通路的Bcl-2家族蛋白相互作用,抑制其活性来启动细胞凋亡。本研究结果显示,CPIV3感染气管上皮细胞后,死亡受体凋亡途径的Fas、TNF-α和Caspase-9表达量上调;线粒体凋亡途径的Bax/Bcl-2和Caspase-8表达量上调;细胞凋亡的重要执行蛋白Caspase-3表达量亦上调。同时Caspase-3、Caspase-8和Caspase-9活性在感染后24、48 h持续上升;Cleaved Caspase-3蛋白表达提高。这些结果提示,CPIV3诱导的细胞凋亡可能是通过启动死亡受体通路和线粒体通路来激活Caspase-3蛋白实现的。随后,在接种CPIV3的细胞中加入Caspase抑制剂,分别在感染24和48 h后收获细胞上清进行检测,发现抑制细胞凋亡能有效抑制CPIV3的增殖。结果进一步揭示,CPIV3通过诱导Caspase途径的细胞凋亡促进病毒释放,增强其复制和感染。

本研究通过细胞形态学观察和流式细胞仪检测证实,CPIV3能诱导气管上皮细胞凋亡。随后用Caspase活性试剂盒检测、qRT-PCR检测和Western blot试验揭示,CPIV3感染气管上皮细胞后,可激活死亡受体通路和线粒体通路,活化Caspase-8、Caspase-9和Caspase-3分子。研究结果可为进一步探究CPIV3诱导气管上皮细胞凋亡的分子机制提供科学数据。

4 结论

首次揭示CPIV3感染气管上皮细胞能产生CPE现象,并诱导细胞凋亡。接毒细胞的Caspase-3/8/9活性显著升高,死亡受体凋亡途径和线粒体凋亡途径细胞凋亡因子mRNA表达显著上调,激活型Caspase-3蛋白在病毒感染过程中表达量增加。为进一步研究CPIV3诱导气管上皮细胞凋亡的分子机制奠定基础。

参考文献
[1] REN J L, ZHU Y M, ZHOU Y H, et al. Identification of three antigen epitopes on the nucleocapsid protein of the genotype C of bovine parainfluenza virus type 3[J]. Vet Microbiol, 2015, 178(1-2): 61–69. DOI: 10.1016/j.vetmic.2015.04.016
[2] LI W L, MAO L, CHENG S P, et al. A novel parainfluenza virus type 3(PIV3) identified from goat herds with respiratory diseases in eastern China[J]. Vet Microbiol, 2014, 174(1-2): 100–106. DOI: 10.1016/j.vetmic.2014.08.027
[3] YANG L L, LI W L, MAO L, et al. Analysis on the complete genome of a novel caprine parainfluenza virus 3[J]. Infect, Genet Evol, 2016, 38: 29–34. DOI: 10.1016/j.meegid.2015.11.027
[4] LI J Z, LI W L, MAO L, et al. Rapid detection of novel caprine parainfluenza virus type 3(CPIV3) using a TaqMan-based RT-qPCR[J]. J Virol Methods, 2016, 236: 126–131. DOI: 10.1016/j.jviromet.2016.07.016
[5] MAO L, LI W L, ZHOU T C, et al. Development of a blocking ELISA for Caprine parainfluenza virus type 3[J]. J Virol Methods, 2017, 250: 59–65. DOI: 10.1016/j.jviromet.2017.09.028
[6] LI W L, HAO F, MAO L, et al. Pathogenicity and horizontal transmission studies of caprine parainfluenza virus type 3 JS2013 strain in goats[J]. Virus Res, 2016, 223: 80–87. DOI: 10.1016/j.virusres.2016.06.021
[7] LI J Z, MAO L, LI W L, et al. Analysis of microRNAs expression profiles in madin-darby bovine kidney cells infected with caprine parainfluenza virus type 3[J]. Front Cell Infect Microbiol, 2018, 8: 93. DOI: 10.3389/fcimb.2018.00093
[8] LI J Z, MAO L, ZHONG C Y, et al. Cellular microRNA bta-miR-222 suppresses caprine parainfluenza virus type 3 replication via downregulation of interferon regulatory factor 2[J]. Vet Microbiol, 2018, 224: 58–65. DOI: 10.1016/j.vetmic.2018.08.028
[9] TIWARI M, PRASAD S, TRIPATHI A, et al. Apoptosis in mammalian oocytes:a review[J]. Apoptosis, 2015, 20(8): 1019–1025. DOI: 10.1007/s10495-015-1136-y
[10] GALLUZZI L, KEPP O, MORSELLI E, et al. Viral strategies for the evasion of immunogenic cell death[J]. J Intern Med, 2010, 267(5): 526–542. DOI: 10.1111/j.1365-2796.2010.02223.x
[11] ZHOU X C, JIANG W B, LIU Z S, et al. Virus infection and death receptor-mediated apoptosis[J]. Viruses, 2017, 9(11): 316. DOI: 10.3390/v9110316
[12] RAJMANI R S, GANDHAM R K, GUPTA S K, et al. HN protein of newcastle disease virus induces apoptosis through SAPK/JNK pathway[J]. Appl Biochem Biotechnol, 2015, 177(4): 940–956. DOI: 10.1007/s12010-015-1788-7
[13] AHMAD U, AHMED I, KEONG Y Y, et al. Inhibitory and apoptosis-inducing effects of Newcastle disease virus strain AF2240 on mammary carcinoma cell line[J]. BioMed Res Int, 2015, 2015: 127828.
[14] ZHANG Q, ZHU H X, XU X S, et al. Inactivated Sendai virus induces apoptosis and autophagy via the PI3K/Akt/mTOR/p70S6K pathway in human non-small cell lung cancer cells[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2015, 465(1): 64–70. DOI: 10.1016/j.bbrc.2015.07.130
[15] SHI L Y, HAN Z, LI X X, et al. Inactivated Sendai virus strain Tianjin induces apoptosis in breast cancer MCF-7 cells by promoting caspase activation and Fas/FasL expression[J]. Cancer Biother Radiopharm, 2015, 30(1): 33–40. DOI: 10.1089/cbr.2014.1704
[16] DEL PUERTO H L, MARTINS A S, MILSTED A, et al. Canine distemper virus induces apoptosis in cervical tumor derived cell lines[J]. Virol J, 2011, 8: 334–341. DOI: 10.1186/1743-422X-8-334
[17] PILLET S, VON MESSLING V. Canine distemper virus selectively inhibits apoptosis progression in infected immune cells[J]. J Virol, 2009, 83(12): 6279–6287. DOI: 10.1128/JVI.00050-09
[18] MONDAL B, SREENIVASA B P, DHAR P, et al. Apoptosis induced by peste des petits ruminants virus in goat peripheral blood mononuclear cells[J]. Virus Res, 2001, 73(2): 113–119. DOI: 10.1016/S0168-1702(00)00214-8
[19] SHI H F, ZHU Y M, DONG X M, et al. Pathogenesis of a genotype C strain of bovine parainfluenza virus type 3 infection in albino guinea pigs[J]. Virus Res, 2014, 188: 1–7. DOI: 10.1016/j.virusres.2014.03.017
[20] MIYATA H, KANAZAWA T, SHIBUYA K, et al. Contamination of a specific-pathogen-free rat breeding colony with Human parainfluenzavirus type 3[J]. J Gen Virol, 2005, 86(3): 733–741. DOI: 10.1099/vir.0.80666-0
[21] CLARKE P, TYLER K L. Apoptosis in animal models of virus-induced disease[J]. Nat Rev Microbiol, 2009, 7(2): 144–155. DOI: 10.1038/nrmicro2071
[22] DING L, XU X G, HUANG Y, et al. Transmissible gastroenteritis virus infection induces apoptosis through FasL-and mitochondria-mediated pathways[J]. Vet Microbiol, 2012, 158(1-2): 12–22. DOI: 10.1016/j.vetmic.2012.01.017
[23] LAN Y G, ZHAO K, WANG G L, et al. Porcine hemagglutinating encephalomyelitis virus induces apoptosis in a porcine kidney cell line via caspase-dependent pathways[J]. Virus Res, 2013, 176(1-2): 292–297. DOI: 10.1016/j.virusres.2013.05.019
[24] ZHAO G, SHI S Q, YANG Y, et al. M and N proteins of SARS coronavirus induce apoptosis in HPF cells[J]. Cell Biol Toxicol, 2006, 22(5): 313–322. DOI: 10.1007/s10565-006-0077-1
[25] 李基棕, 李文良, 毛立, 等. 山羊副流感病毒3型感染MDBK细胞的miRNA表达谱变化分析[J]. 畜牧兽医学报, 2017, 48(5): 896–906.
LI J Z, LI W L, MAO L, et al. Identification and analysis of the miRNA expression profiles in MDBK cells in response to the infection of caprine parainfluenza virus type 3(CPIV3)[J]. Acta Veterinaria et Zootechnica Sinica, 2017, 48(5): 896–906. (in Chinese)
[26] CHEN Z H, ZHU Y Z, REN Y L, et al. Hepatitis C virus protects human B lymphocytes from fas-mediated apoptosis via E2-CD81 engagement[J]. PLoS One, 2011, 6(4): e18933. DOI: 10.1371/journal.pone.0018933
[27] LIAO H W, XU J, HUANG J Q. FasL/Fas pathway is involved in dengue virus induced apoptosis of the vascular endothelial cells[J]. J Med Virol, 2010, 82(8): 1392–1399. DOI: 10.1002/jmv.21815
[28] TAN Y X, TAN T H P, LEE M J R, et al. Induction of apoptosis by the severe acute respiratory syndrome coronavirus 7a protein is dependent on its interaction with the Bcl-XL protein[J]. J Viro, 2007, 81(12): 6346–6355. DOI: 10.1128/JVI.00090-07
[29] FU Q, HE C, MAO Z R. Epstein-Barr virus interactions with the Bcl-2 protein family and apoptosis in human tumor cells[J]. J Zhejiang Univ Sci B, 2013, 14(1): 8–24. DOI: 10.1631/jzus.B1200189