2. 公安部南昌警犬基地, 南昌 330100
2. Nanchang Police Dog Base of Ministry of Public Security, Nanchang 330100, China
随着全基因组单核苷酸多态(SNP)芯片，比较基因组杂交芯片(aCGH)以及全基因组测序等一系列高通量技术的发展，哺乳动物基因组结构变异正逐渐被解析。拷贝数变异(CNV)主要指50 bp至数Mb片段长度不等的拷贝数增加或减少，是一种常见的结构变异，是由于基因组发生重排而导致。与参考基因组相比，CNV主要体现为序列的重复(duplication)、缺失(deletion)和插入(insertion)[1-3]。拷贝数变异会引起染色体结构的变异，从而会改变基因的结构，影响基因表达，在物种演化和发展中起着重要的作用；CNV位点的突变率远高于SNP，是人类疾病的重要致病因素之一[4]。
CNV主要通过打断基因的编码序列，改变基因剂量或者影响基因的调控元件来影响动物的表型或者导致人类疾病的产生。在人类研究中，已有许多关于CNV导致复杂遗传疾病产生的报道，比如Crohn’s疾病[5]、身体肥胖指数(BMI)[6]、自闭症[7]以及精神分裂症[8]等。在家畜中，有许多研究发现，CNV是影响某些表型变异的因果突变，如KIT基因的拷贝数增加导致猪显性白毛[9-10]。SOX5基因的第一内含子拷贝数的变化导致了鸡豆冠表型的产生[11]，STX17基因第6内含子的一个4.6 kb序列重复导致马灰色毛色表型[12]，ASIP基因编码区的一个190 kb串联重复序列导致绵羊黑白毛色表型[13]。在犬中，也有许多由于CNV导致表型变异的研究报道，比如罗德西亚和泰国脊背犬的背毛脊表型以及易患皮样窦是由一个133 kb的重复序列导致的，该CNV包含FGF3、FGF4、FGF19和ORAOV1 4个基因[14]；NHEJ1基因内含子4的7.8 kb序列缺失导致多个犬品种眼睛异常[15]；HASx1基因上游约350 kb处一个16.1 kb大小序列的高度重复导致沙皮犬皮肤的皱褶和周期性发热[16]；SLC6A5基因4.2 kb序列缺失导致的移码突变使爱尔兰猎狼犬得惊吓病[17]。
在人[18-20]、猪[21-22]、鼠[23]、山羊[24]和牛[25]等多个物种中已有许多关于全基因组CNV的研究报道。目前已有一些关于犬全基因组CNV研究的报道，其中4个研究基于aCGH芯片技术[26-29]，另外1个研究基于犬170 K高密度SNP芯片[30]。J.Berglund等用2.1 M aCGH芯片在17个不同犬种和3个灰狼共50头犬中发现了430个CNV[26]。W.K.Chen等应用385 K aCGH芯片在9头犬中发现了155个CNV[27]。T.J.Nicholas使用高密度aCGH(平均1探针/kb)在9个犬种和1个灰狼中发现了403个CNVR(CNV region)[28]。T.J.Nicholas等使用aCGH芯片在17个犬种和1个灰狼中共发现了3 583个CNV[29]。A.M.Molin等则应用犬高密度170 K SNP芯片在来自30个不同犬种共计351头犬中进行了全基因组CNV检测，结果共发现了72个CNVR[30]。目前关于中国地方犬全基因组CNV检测的研究报道极少。鉴于此，本研究的主要目的是通过利用犬高密度170 K SNP芯片对中国地方犬全基因组CNV进行解析，分析中国地方犬特有的CNV以及拷贝数变异基因，解析中国地方犬基因组结构变异的分布情况，为研究基因组结构变异对犬表型影响提供帮助。
1 材料与方法 1.1 试验动物和样品采集共计185头犬用于本研究，其中包括176头来自中国16个不同地方犬品种以及9头西方罗威纳犬。所有中国地方犬样品均采集于犬的原产地，罗威纳犬样品采集于南昌警犬基地，此外还有3头亚洲灰狼样品采集于南昌动物园(表 1)，所有品种内试验犬彼此间均无任何血缘关系。血液样品由专业的兽医工作人员采集，并使用OMEGA公司的SE Blood DNA Kit试剂盒参照说明书提取基因组DNA，将DNA浓度统一稀释至50 ng·μL-1于－20 ℃保存备用。使用Nanodrop-1000(Thermo Scientific，USA)和0.8%琼脂糖凝胶电泳方法检测DNA的浓度和质量。所有样品的采集均符合农业部关于试验动物的保护条例和使用指南。
|
表 1 用于CNV分析的犬种以及原产地 Table 1 The breeds and origins of dogs used for CNV analysis |
所有185个个体的DNA样品经质量检测合格后，参照Illumina芯片标准操作流程进行170 K SNP芯片分型。对判型后的SNP按照以下标准进行质量控制：去除所有无法分型和性染色体上的SNP，去除在犬基因组上未比对上或者比对上多个位置的SNP。经过质控过后，用于CNV分析的SNP共有167 183个。
使用PennCNV软件[31]进行全基因组CNV检测分析。首先参照软件说明书，对原始判型结果进行总信号强度的标准化以及计算每个SNP的BAF(B allele frequencies)和LRR(Log R ratio)值[32]。然后根据SNP周围序列的GC含量对LRR进行调整以减小波动(waviness)[33]。通过整合LRR值、BAF值、群体等位基因频率(population allele frequency，PAF)以及SNP在参考基因组上的位置，使用HMM模型的默认参数进行单个体的CNV检测。
本研究使用“filter_cnv.pl”脚本对CNV检测结果进行过滤以减小CNV的错误发现率(False discover rate，FDR)。参考软件说明书，使用命令“-qclrrsd 0.3”去除LRR的标准差(standard deviation，SD)≥0.3的质量较差的个体；由于大约93.5%的个体所检测到的CNV数都≤60，故使用命令“-qcnumcnv70”去除那些检测到70个及以上CNV的个体，使用命令“-numsnp 5”去除包含5个以下连续SNP的CNV。用GC model文件使个体不受“genomic waves”的影响[33]。将至少重叠1 bp的CNV合并为1个CNV区间(CNV region，CNVR)。
1.3 实时定量PCR随机选择位于不同染色体上的8个CNVR使用实时定量PCR进行验证。采用2-ΔΔCt的相对定量法计算CNVR的拷贝数[34]，β-actin作为内参基因，使用在线的Primer3软件设计定量PCR引物[35]。所有用于验证的CNVR及引物序列见表 2。采用5倍梯度稀释的方法稀释5个梯度构建标准曲线以检测引物的扩增效率。从检测到验证CNVR的所有个体中随机选择1~5个个体用于定量PCR，并且选择一个未检测到任何CNV的个体作为对照个体。20 μL定量PCR反应体系包含：20 ng基因组DNA，1× SYBR® Premix Ex Taq(TaKaRa，大连)，0.2 μmol·L-1的FP和RP，1× ROX Reference Dye Ⅱ(TaKaRa，大连)。反应程序：50 ℃ 20 s，95 ℃ 10 mins，40×(95 ℃ 15 s，60 ℃ 1 min)，熔解曲线收集的条件:95 ℃ 15 s，60 ℃ 1 min，95 ℃ 30 s，60 ℃ 15 s。每个样品重复3次。
|
|
表 2 用于验证的CNVR以及引物 Table 2 The CNVRs and primers used for validation by quantitative real-time PCR |
利用Ensembl中基于犬3.1参考基因组序列的BioMart基因数据库[36]，以至少重叠1 bp的原则查找位于CNVR中的基因，对CNVR内的基因进行功能注释。同时，利用DAVID软件[37]对这些基因做GO分析，分析它们在分子功能上的富集情况。GO分析的多重检验校正采用FDR方法，阈值设置为校正后FDR P≤0.05。
2 结果 2.1 CNV检测经过质控后，本研究共发现了477个CNV。这些CNV随机分布在38条常染色体上，长度从22.48 kb到1.26 Mb不等，平均长度为127.6 kb。拥有最少CNV的品种是哈萨克牧羊犬，只发现了5个CNV，拥有最多CNV的品种是中华田园犬，共发现了60个CNV，平均每个品种有26.5个CNV。
本研究将至少重叠1 bp的两个不同CNV合并为一个CNV区间(CNV region，CNVR)。结果共得到220个CNVR(图 1)，这些CNVR总长度为31.29 Mb，约占犬基因组序列总长的1.25%，最小长度为27.2 kb，最大长度为1.27 Mb，平均长度为142.24 kb。220个CNVR中包括115个(52.27%)缺失、74个(33.64%)重复、31个(14.09%)缺失/重复。缺失、重复以及缺失/重复CNVR的平均长度分别为106.13 kb、141.2 kb和278.69 kb。133个(60.45%)CNVR的长度小于100 kb，其中包含83个缺失、39个重复、11个缺失/重复；有85个(38.64%)CNVR的长度在100 kb到1 Mb之间，其中包含了32个缺失、34个重复和19个缺失/重复；有2个(0.91%)CNVR的长度大于1 Mb，其中包含1个重复和1个缺失/重复(图 2)。在所有220个CNVR中，有139个(63.18%)CNVR只在1个个体中发现，这些CNVR相对于在2个以上个体中发现的CNVR而言有可能是假阳性，所以在后续分析中将这些CNVR排除。
|
红色圆点表示缺失CNVR，蓝色表示重复CNVR，绿色表示缺失/重复CNVR The red dots represent the deletion CNVRs, blue dots represent the duplication CNVRs, and green dots represent the deletion/duplication CNVRs 图 1 CNVR在犬染色体上的分布 Figure 1 Distribution of CNVR on canine chromosomes |
|
将长度按100 kb大小分成若干份，即0表示CNVR长度小于100 kb，100表示CNVR长度为100~200 kb，以此类推 The length was divided into 100 kb bins, so the length smaller than 100 kb denoted as 0, and the length between 100 kb and 200 kb denoted as 100, and so on 图 2 220个CNVR长度分布情况 Figure 2 Length distribution of the 220 CNVRs identified |
为了验证本研究所检测到的CNVR准确率，本研究随机选择8个CNVR使用定量PCR的方法进行验证。这8个CNVR中包含2个重复变异、2个缺失变异以及4个缺失/重复变异。结果除了CNVR12在5个检测个体中只有1个个体得到了验证外，其余7个CNVR的个体验证率均在60%以上，CNVR的总验证率为87.5%(图 3)，说明本研究检测到的CNV可信。
|
横坐标表示用于验证的个体号，纵坐标表示qPCR结果的RQ值。每个柱形上的数字表示该个体与参照个体相比的相对拷贝数数量，竖线表示标准误。每个个体号前面的字母表示犬的品种。其中“BSZA”、“HQZA”、“HSZA”以及“TBJZA”代表的是藏獒，“CDLQ”代表川东猎犬，“GZXSQ”代表下司犬，“HNTQ”代表中华田园犬，“MGMYQ”代表蒙古牧羊犬，“MGXQ”代表蒙古细犬，“SCLSQ”代表凉山犬，“SCQCQ”代表青川犬，“XZLZQ”代表林芝犬 The horizontal axis indicates the sample ID used for validation, the vertical axis indicates the RQ of qPCR. The number above each bar indicates the relative copy number of the CNVR compared to the reference sample, the vertical bar represent the standard error. The letters in each sample ID represent the dog breeds. The "BSZA", "HQZA", "HSZA" and "TBJZA" represent the Tibetan mastiff, the "CDLQ" represents the Chuandong hound, the "GZXSQ" represents the Xiasi, the "HNTQ" represents the Chinese rural dog, the "MGMYQ" represents the Mongolia shepherd, the "MGXQ" represents the Mongolia thin dog, the "SCLSQ" represents the Liangshan hound, the "SCQCQ" represents the Qingchuan hound and the "XZLZQ" represents the Linzhi dog 图 3 8个CNVR定量PCR验证结果 Figure 3 The validation results of 8 CNVRs by quantitative PCR |
为了分析本研究与前人研究所报道的CNVR之间是否有重叠的CNVR，以5 kb为最小重叠区间，本研究将81个CNVR与已报道的CNVR进行比较分析。
结果共发现有28(34.58%)个CNVR与前人报道的重叠(表 3)，其中包含7个重复、8个缺失以及13个缺失/重复。有23个CNVR与A.M.Molin等[30]报道的重叠，包括5个重复、8个缺失以及10个缺失/重复。与J.Berglund等[26]报道的CNVR有15个重叠，包括5个重复、2个缺失以及8个缺失/重复。与T.J.Nicholas等[28]报道的CNVR有7个重叠，包括3个重复和4个缺失/重复。由于本研究和A.M.Molin等[30]的研究均采用的是犬170 K高密度SNP芯片以及PennCNV软件，因此与之重叠的CNVR数比其他两个研究都要多。
|
|
表 3 与前人研究报道相重叠的CNVR数 Table 3 Number of CNVR overlapped with previously reports |
到目前为止，尚未有应用Illumina CanineHD 170 K高密度SNP芯片对中国地方犬进行全基因组CNV分析的研究报道，本研究分析了中国地方品种潜在的特异性CNVR。除了28个CNVR与前人报道重叠之外，其余53个CNVR只在本研究所使用的中国地方犬品种中检测到，此外，有15个CNVR只在一个中国地方品种中检测到，即品种特异性CNVR(表 4)。从表中可以看到，具有品种特异性CNVR的犬品种有5个，其中凉山犬具有最多的品种特异性CNVR(6个)；蒙古细犬和广西猎犬均有3个，藏獒有2个，川东猎犬1个。在这15个品种特异性CNVR中9个为重复，4个缺失，2个为缺失/重复。
|
|
表 4 中国地方品种特异性CNVR Table 4 The breed-specific CNVRs of Chinese indigenous dog breeds |
本研究首先利用BioMart数据库对CNVR所包含的基因进行注释，结果81个CNVR中有56个包含了162个不同基因，其中有127个基因完整的位于CNVR内或者完整的包含CNVR，其余35个基因与CNVR至少有1 bp的重叠。这162个基因包含93个蛋白质编码基因，44个lincRNA，3个miRNA，1个misc RNA，10个假基因，2个rRNA以及9个snRNA。有51个基因具有已注释的基因名称，其余111个基因只有Ensembl基因名称。与前人研究结果一致[26, 30]，重复CNVR包含的基因数量(44) 比缺失CNVR包含的基因数量(32) 要多。
为了分析这些基因的生物学功能，本研究利用DAVID软件进行了GO分析(P≤0.05)。结果发现，拷贝数变异基因在生物学过程以及分子功能上有着广泛的分布，其中富集的最主要的功能类别是嗅觉受体活动、嗅觉的感知、对化学刺激物的感知、感官知觉和神经系统过程(图 4)。这些发现为研究CNV与表型变异的生物学关系奠定了良好的前期基础。
|
纵坐标表示基因富集的功能类别，横坐标表示基因在该类别富集的数量 The vertical axis indicates the functional terms that genes enriched, the horizontal axis indicates the number of genes enriched in each term 图 4 CNV基因GO分析结果 Figure 4 The GO result of CNV genes |
中国地方犬资源丰富，种类繁多，未引入外国犬种基因进行改良，具有相对的遗传稳定特性。长期以来，由于各种原因，中国地方犬不被人们所重视[38]，导致品种数量在减少。此外，随着宠物犬的兴起，大量外国犬品种被引进中国，而且养犬人士缺乏专业知识，将本地犬与外国犬随意杂交，导致中国地方犬的血统越来越不纯，对地方犬的遗传资源造成毁灭性的影响。因此，中国地方犬的遗传资源亟待研究人员的开发和利用。基于此，本研究对16个中国地方犬品种利用高密度SNP芯片进行全基因组拷贝数变异分析，对研究中国地方犬的基因组结构和资源保护有着重要的意义。据笔者所知，本研究首次利用高密度SNP芯片解析中国地方犬基因组CNV。
我们发现，与前人的研究结果一致[26, 30]，缺失CNVR的平均长度小于重复CNVR(106.13 kb vs. 141.2 kb)，这可能是由于大片段序列的缺失对基因组的损害程度比大片段序列的重复要大，在进化上受到了选择[26]。虽然缺失CNVR的平均长度小，但是数量却比重复的多(115 vs.74)，这说明缺失CNVR和重复CNVR对基因组的影响程度是相近的[26]。此外，本研究只在一个个体中发现的CNVR的频率为63.18%，与T.J.Nicholas(64.52%)等[28]的研究结果类似，但却高于A.M.Molin(11%)[30]以及J.Berglund(12%)[26]的研究结果，这可能与不同研究所使用的个体数多少有关系。通过分析本研究与前人研究结果之间重叠的CNVR，发现只有不到35%的CNVR与前人的重叠。其主要原因，一方面是因为分析的方法不一样，另一方面是使用的犬品种不一样，说明中国地方犬与西方犬在基因组的结构变异上可能会有很大的不同。这些只在中国地方犬中发现的CNVR是潜在的中国地方品种特有的CNVR，可能对地方犬丰富的表型特征起着重要作用。
犬的嗅觉灵敏度以及警觉性在各家畜中位于前列，人们利用犬这一特性将犬用于守护人身和财产安全。本研究的GO分析结果显示，大部分CNV基因富集于嗅觉受体活动，嗅觉的感知，对化学刺激物的感知，感官知觉和神经系统过程等功能类别中，说明CNV在犬嗅觉灵敏度和警觉性中起着重要的作用，而且与前人的研究[26, 30]以及在猪中[21]的研究结果类似。本研究发现多个可能影响犬疾病或表型的候选CNV基因，如本研究所发现的CNV基因IL33(11: 27 219 878-27 258 909) 参与人特应性皮炎发生，特应性皮炎(CAD)是犬易患皮肤病，这提示在犬中L33基因也有可能参与CAD的发病[39]。拷贝数变异基因OSBPL9(15: 9 506 723-9 666 312) 与犬低肾上腺皮质激素免疫相关病症相关[40]。AMY2B拷贝数的大量增加能迅速提高淀粉酶活性，使得犬能高效利用富含淀粉的食物，大大提高了犬的生存能力[41-43]，表明CNV在犬的进化上起着重要作用。对这些CNV基因的研究有助于对犬的这些特性的深入了解，也有利于对犬种质资源的保护。在其他家畜研究中，已报道了许多基因的拷贝数变异会导致表型的改变，在西方犬中也有相关报道。中国地方犬体型大小不一，毛色不同，不同品种的灵敏性也不相同，引起这些表型差异的原因是否是CNV，这就需要人进行更深入的相关性研究。
4 结论本研究利用犬170 K高密度SNP芯片对中国地方犬进行全基因组拷贝数分析。在185个个体中共发现220个CNVR，总长度约占犬基因组的1.25%，这些CNVR随机分布在38条常染色体上。在这220个CNVR中，139个只在单个个体中发现，另有53个CNVR是潜在的中国地方品种特异CNVR，15个为品种特异性CNVR。通过对CNVR所包含的基因进行GO分析，发现拷贝数变异基因主要富集于与嗅觉受体活动，嗅觉的感知，对化学刺激物的感知，感官知觉和神经系统过程等功能类别中。这些研究结果对研究中国地方犬的基因组结构变异以及分析CNV与犬表型变异或者某些疾病的关系有着非常重要的作用。
致谢: 感谢江西农业大学黄路生教授在试验材料和研究思路设计方面提供的重要指导！感谢各样品采集地所提供的帮助和支持！| [1] | FEUK L, CARSON A R, SCHERER S W. Structural variation in the human genome[J]. Nat Rev Genet, 2006, 7(2): 85–97. |
| [2] | REDON R, ISHIKAWA S, FITCH K R, et al. Global variation in copy number in the human genome[J]. Nature, 2006, 444(7118): 444–454. DOI: 10.1038/nature05329 |
| [3] | ALKAN C, COE B P, EICHLER E E. Genome structural variation discovery and genotyping[J]. Nat Rev Genet, 2011, 12(5): 363–376. DOI: 10.1038/nrg2958 |
| [4] |
杜仁骞, 金力, 张锋. 基因组拷贝数变异及其突变机理与人类疾病[J]. 遗传, 2011, 33(8): 857–869.
DU R Q, JIN L, ZHANG F. Copy number variations in the human genome: their mutational mechanisms and roles in disease[J]. Hereditas, 2011, 33(8): 857–869. (in Chinese) |
| [5] | SCHASCHL H, AITMAN T J, VYSE T J. Copy number variation in the human genome and its implication in autoimmunity[J]. Clin Exp Immunol, 2009, 156(1): 12–16. DOI: 10.1111/cei.2009.156.issue-1 |
| [6] | SHA B Y, YANG T L, ZHAO L J, et al. Genome-wide association study suggested copy number variation may be associated with body mass index in the Chinese population[J]. J Hum Genet, 2009, 54(4): 199–202. DOI: 10.1038/jhg.2009.10 |
| [7] | PAGNAMENTA A T, WING K, AKHA E S, et al. A 15q13.3 microdeletion segregating with autism[J]. Eur J Hum Genet, 2009, 17(5): 687–692. DOI: 10.1038/ejhg.2008.228 |
| [8] | TAM G W C, REDON R, CARTER N P, et al. The role of DNA copy number variation in schizophrenia[J]. Biol Psychiatry, 2009, 66(11): 1005–1012. DOI: 10.1016/j.biopsych.2009.07.027 |
| [9] | JOHANSSON A, PIELBERG G, ANDERSSON L, et al. Polymorphism at the porcine Dominant white/KIT locus influence coat colour and peripheral blood cell measures[J]. Anim Genet, 2005, 36(4): 288–296. DOI: 10.1111/age.2005.36.issue-4 |
| [10] | PIELBERG G, OLSSON C, SYVÄNEN A C, et al. Unexpectedly high allelic diversity at the KIT locus causing dominant white color in the domestic pig[J]. Genetics, 2002, 160(1): 305–311. |
| [11] | WRIGHT D, BOIJE H, MEADOWS J R S, et al. Copy number variation in intron 1 of SOX5 causes the Pea-comb phenotype in chickens[J]. PLoS Genet, 2009, 5(6): e1000512. DOI: 10.1371/journal.pgen.1000512 |
| [12] | PIELBERG G R, GOLOVKO A, SUNDSTRÖM E, et al. A cis-acting regulatory mutation causes premature hair graying and susceptibility to melanoma in the horse[J]. Nat Genet, 2008, 40(8): 1004–1009. DOI: 10.1038/ng.185 |
| [13] | NORRIS B J, WHAN V A. A gene duplication affecting expression of the ovine ASIP gene is responsible for white and black sheep[J]. Genome Res, 2008, 18(8): 1282–1293. DOI: 10.1101/gr.072090.107 |
| [14] | HILLBERTZ N H C S, ISAKSSON M, KARLSSON E K, et al. Duplication of FGF3, FGF4, FGF19 and ORAOV1 causes hair ridge and predisposition to dermoid sinus in Ridgeback dogs[J]. Nat Genet, 2007, 39(11): 1318–1320. DOI: 10.1038/ng.2007.4 |
| [15] | PARKER H G, KUKEKOVA A V, AKEY D T, et al. Breed relationships facilitate fine-mapping studies: a 7.8-kb deletion cosegregates with Collie eye anomaly across multiple dog breed[J]. Genome Res, 2007, 17(11): 1562–1571. DOI: 10.1101/gr.6772807 |
| [16] | OLSSON M, MEADOWS J R S, TRUVÉ K, et al. A novel unstable duplication upstream of HAS2 predisposes to a breed-defining skin phenotype and a periodic fever syndrome in Chinese Shar-Pei dogs[J]. PLoS Genet, 2011, 7(3): e1001332. DOI: 10.1371/journal.pgen.1001332 |
| [17] | GILL J L, CAPPER D, VANBELLINGHEN J F, et al. Startle disease in Irish wolfhounds associated with a microdeletion in the glycine transporter GlyT2 gene[J]. Neurobiol Dis, 2011, 43(1): 184–189. DOI: 10.1016/j.nbd.2011.03.010 |
| [18] | HANDSAKER R E, VAN DOREN V, BERMAN J R, et al. Large multiallelic copy number variations in humans[J]. Nat Genet, 2015, 47(3): 296–303. DOI: 10.1038/ng.3200 |
| [19] | SUDMANT P H, MALLICK S, NELSON B J, et al. Global diversity, population stratification, and selection of human copy-number variation[J]. Science, 2015, 349(6253): aab3761. DOI: 10.1126/science.aab3761 |
| [20] | ZARREI M, MACDONALD J R, MERICO D, et al. A copy number variation map of the human genome[J]. Nat Rev Genet, 2015, 16(3): 172–183. DOI: 10.1038/nrg3871 |
| [21] | CHEN C Y, QIAO R M, WEI R X, et al. A comprehensive survey of copy number variation in 18 diverse pig populations and identification of candidate copy number variable genes associated with complex traits[J]. BMC Genomics, 2012, 13(1): 733. DOI: 10.1186/1471-2164-13-733 |
| [22] | RAMAYO-CALDAS Y, CASTELLÓ A, PENA R N, et al. Copy number variation in the porcine genome inferred from a 60 k SNP BeadChip[J]. BMC Genomics, 2010, 11(1): 593. DOI: 10.1186/1471-2164-11-593 |
| [23] | GRAUBERT T A, CAHAN P, EDWIN D, et al. A high-resolution map of segmental DNA copy number variation in the mouse genome[J]. PLoS Genet, 2007, 3(1): e3. DOI: 10.1371/journal.pgen.0030003 |
| [24] | FONTANESI L, MARTELLI P L, BERETTI F, et al. An initial comparative map of copy number variations in the goat (Capra hircus) genome[J]. BMC Genomics, 2010, 11(1): 639. DOI: 10.1186/1471-2164-11-639 |
| [25] | LIU G E, HOU Y L, ZHU B, et al. Analysis of copy number variations among diverse cattle breeds[J]. Genome Res, 2010, 20(5): 693–703. DOI: 10.1101/gr.105403.110 |
| [26] | BERGLUND J, NEVALAINEN E M, MOLIN A M, et al. Novel origins of copy number variation in the dog genome[J]. Genome Biol, 2012, 13(8): R73. DOI: 10.1186/gb-2012-13-8-r73 |
| [27] | CHEN W K, SWARTZ J D, RUSH L J, et al. Mapping DNA structural variation in dogs[J]. Genome Res, 2009, 19(3): 500–509. |
| [28] | NICHOLAS T J, BAKER C, EICHLER E E, et al. A high-resolution integrated map of copy number polymorphisms within and between breeds of the modern domesticated dog[J]. BMC Genomics, 2011, 12(1): 414. DOI: 10.1186/1471-2164-12-414 |
| [29] | NICHOLAS T J, CHENG Z, VENTURA M, et al. The genomic architecture of segmental duplications and associated copy number variants in dogs[J]. Genome Res, 2009, 19(3): 491–499. |
| [30] | MOLIN A M, BERGLUND J, WEBSTER M T, et al. Genome-wide copy number variant discovery in dogs using the CanineHD genotyping array[J]. BMC Genomics, 2014, 15(1): 210. DOI: 10.1186/1471-2164-15-210 |
| [31] | WANG K, LI M Y, HADLEY D, et al. PennCNV: an integrated hidden Markov model designed for high-resolution copy number variation detection in whole-genome SNP genotyping data[J]. Genome Res, 2007, 17(11): 1665–1674. DOI: 10.1101/gr.6861907 |
| [32] | PennCNV. http://penncnv.openbioinformatics.org/en/latest/. |
| [33] | DISKIN S J, LI M Y, HOU C P, et al. Adjustment of genomic waves in signal intensities from whole-genome SNP genotyping platforms[J]. Nucleic Acids Res, 2008, 36(19): e126. DOI: 10.1093/nar/gkn556 |
| [34] | LIVAK K J, SCHMITTGEN T D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the Method[J]. Methods, 2001, 25(4): 402–408. DOI: 10.1006/meth.2001.1262 |
| [35] | KORESSAAR T, REMM M. Enhancements and modifications of primer design program Primer3[J]. Bioinformatics, 2007, 23(10): 1289–1291. DOI: 10.1093/bioinformatics/btm091 |
| [36] | Ensembl BioMart. www.biomart.org/. |
| [37] | National Institute of Allergy and Infectious Diseases (NIAID), NIH. DAVID bioinformatics resources 6.8[EB/OL]. https://david.ncifcrf.gov/. |
| [38] |
吴梅花. 中国纯种犬资源与保护[J]. 养犬, 2010(4): 43–44.
WU M H. The resource and protection of Chinese purebred dogs[J]. Dog Breeding, 2010(4): 43–44. (in Chinese) |
| [39] | ASAHINA R, MAEDA S. A review of the roles of keratinocyte-derived cytokines and chemokines in the pathogenesis of atopic dermatitis in humans and dogs[J]. Vet Dermatol, 2017, 28(1): 16–e5. DOI: 10.1111/vde.2017.28.issue-1 |
| [40] | SHORT A D, BOAG A, CATCHPOLE B, et al. A candidate gene analysis of canine hypoadrenocorticism in 3 dog breeds[J]. J Hered, 2013, 104(6): 807–820. DOI: 10.1093/jhered/est051 |
| [41] | ARENDT M, CAIRNS K M, BALLARD J W O, et al. Diet adaptation in dog reflects spread of prehistoric agriculture[J]. Heredity, 2016, 117(5): 301–306. DOI: 10.1038/hdy.2016.48 |
| [42] | ARENDT M, FALL T, LINDBLAD-TOH K, et al. Amylase activity is associated with AMY2B copy numbers in dog: implications for dog domestication, diet and diabetes[J]. Anim Genet, 2014, 45(5): 716–722. DOI: 10.1111/age.12179 |
| [43] | AXELSSON E, RATNAKUMAR A, ARENDT M L, et al. The genomic signature of dog domestication reveals adaptation to a starch-rich diet[J]. Nature, 2013, 495(7441): 360–364. DOI: 10.1038/nature11837 |