2. 中国科学院南京土壤研究所-香港浸会大学土壤与环境联合开放实验室, 江苏 南京 210008;
3. 中国科学院大学, 北京 100049
2. Joint Open Laboratory of Soil and the Environment, Hong Kong Baptist University & Institute of Soil Science, Chinese Academy of Sciences, Nanjing 210008, China;
3. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China
人工纳米材料(engineered nanomaterials, ENMs)应用广泛, 易通过生产、储藏、使用及废物处理等环节进入大气、水体和土壤等环境中[1]。目前主要通过模型预测纳米材料在环境中的浓度[2], 如GOTTSCHALK等[3]和SUN等[4]通过模型预测发现ENMs在土壤中的浓度远高于大气和水体。据统计, ENMs主要通过污泥农用、土壤修复剂和工厂泄露等途径进入土壤[5]。此外, 大气沉降和农田灌溉可将ENMs从大气和水体带入土壤[6]。ENMs进入土壤后, 势必会对土壤生态系统产生一定程度的影响[7]。
植物是土壤生态系统的重要组分之一, 可通过吸收、转运、累积和食物链传递将ENMs带入生物体内, 对生物产生潜在风险[8]。因此, ENMs对于植物的生物效应应引起广泛关注。YIN等[9]通过显微技术观察到纳米银(Ag)通过吸附附着在植物根系表面, 经氧化溶解Ag穿过细胞膜进入细胞内, 而后转运至植物其他部位, 影响植物生长。SERVIN等[10]发现纳米二氧化钛(TiO2)可进入黄瓜体内, 改变黄瓜果实中脂质、氨基化合物和碳水化合物等的化学环境, 从而降低黄瓜的营养价值。纳米磁性氧化铁(Fe3O4)也被发现可产生氧化胁迫, 进入植物组织[11-12]。虽然目前针对ENMs的植物效应的研究已有较多报道, 但多基于植物, 缺少微生物的协同作用研究[13]。在自然生态系统中, 植物与微生物之间相互影响相互作用, 构成植物-微生物生态区域[14]。已有研究发现微生物能通过自身或其代谢产物影响ENMs活性, 进而改变ENMs的植物效应[15]。因此, ENMs对植物-微生物的影响更值得重视。
丛枝菌根(arbuscular mycorrhizal, AM)真菌是土壤生态系统中一类广泛存在的共生微生物, 通过侵染植物根系与陆地上约90%的植物形成互惠共生体, 可促进植物吸收氮、磷等营养元素[16]。此外, AM真菌的根内和根外菌丝均具有较高的重金属吸附能力[17], 可影响植物对污染物的吸收、转运和积累, 对农产品的质量安全具有重要意义[18]。目前已有大量文献证实AM真菌可提高植物体内营养元素含量, 改变植物对重金属的吸收和转运, 增强植物对重金属胁迫的抵抗作用[19]。王卫中等[20]发现AM真菌增加了玉米植株对氮、磷、钾等养分的吸收, 并通过将Zn固定在植物根部/根内菌丝, 减少Zn向地上部的转运, 从而缓解纳米氧化锌(ZnO)对植物的毒害作用。FENG等[21]发现纳米Ag处理下AM真菌减少了Ag在植物体内的累积量, 降低了纳米Ag对植物生长的抑制作用。但由于AM真菌的生态功能受污染物种类、宿主植物等多种因素的影响[22], 其他ENMs如纳米Fe3O4与AM真菌之间的关系值得深入研究。
选取典型纳米材料纳米Fe3O4为研究对象, 以玉米(Zea mays)为供试植物, 在盆栽条件下模拟不同水平纳米Fe3O4污染的土壤, 研究接种AM真菌和施加纳米Fe3O4对玉米植株生长、营养状况和Fe吸收和转运的影响, 旨在评价AM真菌和纳米Fe3O4对玉米植株生长和Fe吸收的影响。该研究不仅可为未来纳米Fe3O4的生产使用提供理论指导, 还可为AM真菌的应用和降低作物污染风险提供一定依据。
1 材料与方法 1.1 试验材料供试植物为玉米。供试纳米Fe3O4采用氧化-沉淀法制备[23]。利用透射电子显微镜(TEM, JEOL/JEM-2000E)测定纳米Fe3O4的形态特征(图 1), 结果显示纳米Fe3O4为圆形。利用选区电子衍射(SAED)(ED, JEOL, JEM-200EX)分析400个粒子, 得出其平均粒径为(10.5±2.6) nm。用Zeta电位仪(BECKMAN, Delsa 440SX)测定纳米Fe3O4的Zeta电位约为(-23.90±0.42) mV。微米Fe3O4购自国药集团化学试剂有限公司, 分析纯, 纯度为99%, 平均粒径约为5 μm。
供试土壤采自中国科学院封丘农业生态实验站(35°00′ N, 114°24′ E)一小麦田。小麦成熟后, 采集表层0~15 cm土壤, 经自然风干后去除植物残体及石块, 过2 mm孔径筛, 置于4 ℃冷库中备用。土壤类型为华北平原的典型潮土, 土壤基本理化性质:pH值为8.45, w(全氮)为0.59 g·kg-1, w(全磷)为0.55 mg·kg-1, w(全钾)为16.9 mg·kg-1, w(有机碳)为4.62 g·kg-1。所接种的AM真菌为实验室分离保藏的苏格兰球囊霉菌(Glomus caledonium)[24], 以河沙为培养基质, 以白三叶草(Trifolium repens)为宿主植物进行扩大繁殖, 去掉植物地上部, 将根剪碎, 以获得的含有AM真菌孢子、菌丝、侵染根段等繁殖体和根际沙土的菌剂为接种物。
1.2 试验设计试验设置3个在纳米Fe3O4生物效应研究中常用的施加水平(0.1、1.0和10.0 mg·kg-1,代号分别为NL、NM和NH)[25], 并设置相应施加水平的微米Fe3O4(代号分别为WL、WM和WH)为对照, 以不添加Fe3O4材料的处理为空白对照, 每个水平下设置接种AM真菌(+M)和不接种AM真菌(-M)处理, 共14个处理, 每个处理3次重复。
选用250 mL塑料盆(上口直径7.0 cm, 高9.2 cm), 每盆装入180 g风干过筛土。接种AM真菌的处理每盆施加9 g AM菌剂(接种量为土壤总量的5%), 采用混施法将其与土壤混匀; 不接种处理加入等量灭活菌剂, 采用121 ℃高压蒸汽灭菌锅进行间歇式灭菌, 每次0.5 h, 灭4次, 并浇上上述菌剂滤液, 使其他微生物群落尽量与接种处理一致。采用逐级混匀法施加纳米Fe3O4或微米Fe3O4[26]。玉米种子先用w=0.5%的NaClO表面消毒后放于浸水的滤纸上,并将其置于25 ℃培养箱中催芽48 h, 选取已发芽的种子, 移栽至装有土壤和纳米Fe3O4或微米Fe3O4的混合基质中, 每盆播种2颗, 覆土0.5 cm。试验在日光温室进行, 光照时间为每天12 h, 白天和夜间温度分别约为28和20 ℃, 相对湿度为40%~60%。各处理在温室中随机排列, 每3 d重新随机排列各盆的位置, 定期用称重法浇水。每盆每周浇灌20 mL Hoagland营养液, 以保证植物生长。待苗龄20 d时各处理间植物生长呈明显差异, 收获所有玉米植株。
1.3 测定项目与方法分开收获玉米植株地上部和地下部, 依次用自来水和蒸馏水冲洗, 105 ℃杀青30 min后, 70 ℃烘干48 h, 称干重[27]317。地下部烘干前挑取部分细根称鲜重, KOH消煮后用曲利苯蓝进行染色, 利用根段频率标准法检测AM真菌对玉米根系的侵染率[28]。玉米植株地上部和地下部烘干后粉碎分为2份:一份用H2SO4-H2O2消煮, 用凯氏定氮仪测定氮(N)含量, 用钼锑抗比色法测定磷(P)含量, 用火焰光度计测定钾(K)含量[29];另一份用浓HNO3消煮, 用原子吸收分光光度计测定锌(Zn)、镁(Mg)、钙(Ca)和铁(Fe)含量[27]336。从3个方面评估玉米植株Fe的吸收和转运率:(1) 玉米植株地上部和地下部Fe含量; (2) 单个植株Fe吸收总量; (3) Fe转运率。
采用TEM(JEOL/JEM-2000E)观察Fe在玉米根系的分布情况[30]。首先将新鲜玉米根尖放入pH值为7.2的磷酸缓冲液中, 放于洁净的载玻片上,用刀片切成1 mm×1 mm的小块, 然后迅速放入用上述pH值的磷酸缓冲液配制的φ=4%的戊二醛中, 4 ℃条件下固定2 h。然后用缓冲液换洗4次, 置于上述磷酸缓冲液配制的w=1%的锇酸中, 4 ℃冰箱过夜后用酒精脱水, 丙酮过渡, Epon 812包埋, LKB-V型超薄切片机切片, 醋酸双氧铀及柠檬酸铅染色。
1.4 数据统计分析根据植株生物量和Fe含量计算总Fe吸收量和Fe的转运率。单个植株Fe吸收总量=地上部生物量×地上部Fe含量+地下部生物量×地下部Fe含量; Fe转运率=玉米植株地上部Fe含量/玉米植株体内Fe总吸收量。
采用Excel 2007软件计算数据的平均值和标准偏差, SPSS 18.0软件进行单因素和双因素方差分析。单因素方差分析中首先采用Tukey检验对测定指标在各处理间的差异显著性(α=0.05) 进行多重比较, 然后采用双因素方差分析AM真菌与Fe3O4施加水平之间的交互作用, 最后采用Origin 8.6软件绘制数据图。
2 结果与分析 2.1 AM真菌侵染率不同处理下玉米根系AM真菌侵染率见图 2。
未接种AM真菌下, 玉米根系被土著AM真菌侵染。与对照相比, 3个微米Fe3O4施加水平均未显著影响AM真菌侵染率, 而纳米Fe3O4在10.0 mg·kg-1施加水平下使AM真菌侵染率显著降低(P < 0.05)。与对照相比, 接种AM真菌后微米Fe3O4和纳米Fe3O4均对AM真菌侵染率无显著影响。但与未接种AM真菌处理相比, 接种处理显著提高了10.0 mg·kg-1的纳米Fe3O4施加水平下AM真菌侵染率(P < 0.05)。接菌和施加水平及两者的交互作用均显著影响AM真菌侵染率(P < 0.05)。
2.2 玉米植株生物量由图 3可知, 不同处理下玉米植株地上部和地下部生物量不同。与对照相比, 接种和未接种AM真菌处理下, 3个微米Fe3O4施加水平均未显著影响玉米植株地上部和地下部生物量; 未接种AM真菌处理下, 10.0 mg·kg-1纳米Fe3O4施加水平显著降低了玉米植株地上部和地下部生物量(P < 0.05)。接种AM真菌的玉米植株地上部和地下部生物量在高纳米Fe3O4施加水平下显著高于未接种处理(P < 0.05), 但在较低纳米Fe3O4施加水平下接种AM真菌的效果不明显。接种显著影响了玉米植株地上部和地下部生物量(P < 0.05)。
由表 1可知, 不同处理下玉米植株地下部和地上部养分含量不同。与对照相比, 接种和未接种AM真菌处理下, 3个微米Fe3O4施加水平均未显著影响玉米植株地上部和地下部养分含量; 而在未接种AM真菌下, 在10.0 mg·kg-1纳米Fe3O4施加水平下显著降低玉米植株地下部N、P、Ca和Zn含量(P < 0.05), 并显著降低地上部Ca、Zn和Mg含量(P < 0.05)。与未接种处理相比, 接种AM真菌的玉米植株地下部P、Ca、Zn和Mg含量在10.0 mg·kg-1纳米Fe3O4施加水平下显著增高(P < 0.05), N和K含量呈增加趋势, 地上部仅Mg含量显著增加(P < 0.05), N、P、K、Ca和Zn含量呈增加趋势, 但在较低纳米Fe3O4施加水平下接种AM真菌的效果不明显。接种、施加水平和两者的交互作用显著影响玉米植株地下部Ca和Zn含量及地上部Mg含量(P < 0.05)。
由图 4可知, 未接种AM真菌下, 3个微米Fe3O4施加水平均未显著影响玉米地上部和地下部Fe含量、Fe吸收量和转运率; 而纳米Fe3O4在10.0 mg·kg-1施加水平下显著增加玉米地上部Fe含量(P < 0.05)。接种AM真菌后, 纳米Fe3O4显著增加玉米地下部Fe含量和吸收量, 降低了Fe由玉米地下部转至地上部的转运率(P < 0.05)。双因素方差分析结果显示接种显著影响玉米植株地上部、地下部Fe含量、吸收量和转运率(P < 0.05)。TEM结果显示纳米Fe3O4在玉米根系细胞的分布情况(图 5), Fe以纳米形式存在, 纳米Fe3O4表现出一定程度的团聚。
AM真菌侵染率是衡量AM真菌与宿主植物之间互惠共生关系的重要指标[31]。重金属、干旱、土壤磷含量和纳米ZnO等可降低AM真菌对植物根系的侵染率[32-35]。通过盆栽试验, 模拟不同纳米Fe3O4污染水平的土壤, 发现土壤添加不同水平的纳米Fe3O4后, 虽然玉米根系与土著AM真菌成功建立了互惠共生关系, AM真菌侵染率达14.5%±2.1%~22%±2.8%, 但施加10.0 mg·kg-1水平的纳米Fe3O4显著抑制了菌根的生长, 而不同施加水平的微米Fe3O4对菌根侵染率的影响较小, 表明纳米Fe3O4对菌根生长的影响与其粒径有关。纳米Fe3O4因其纳米粒径具有较高的比表面积和较强的比表面活性, 比相同水平的微米Fe3O4更易释放Fe离子, 如HE等[25]通过测定发现施加纳米Fe3O4的土壤中溶解性Fe比相应水平的微米Fe3O4高。Fe2+在被氧化的过程中可产生超氧自由基等对细胞造成氧化胁迫[36]。例如, AUFFAN等[36]研究指出纳米Fe3O4可产生活性氧对大肠杆菌产生毒害作用。接种AM真菌(Glomus caledonium)后, 在10.0 mg·kg-1纳米Fe3O4施加水平下AM真菌侵染率增加, 这可能与Glomus caledonium的特性有关, Glomus caledonium不仅可通过孢子萌发的菌丝侵染植物根系,还可通过菌丝体片段或菌根段侵染植物根系[37]。HU等[38]也指出重金属污染下, 接种AM真菌(Glomus caledonium)增加了AM真菌侵染率。沙培中纳米Fe3O4未对Glomus caledonium侵染三叶草根系产生影响, 而纳米Ag在0.1~1.0 mg·kg-1下增加了Glomus caledonium对三叶草根系的侵染率[21], 表明ENMs对AM真菌的影响与ENMs种类、浓度等有关。这可能是由于ENMs的稳定性、溶解性和生物有效性等环境行为与多种因素有关[39]。
3.2 纳米Fe3O4条件下接种AM真菌对玉米植株生长的影响随着土壤施加纳米Fe3O4水平的增加, 玉米植株的生物量呈下降趋势, 纳米Fe3O4在10.0 mg·kg-1施加水平下显著降低了玉米植株地上部和地下部生物量, 特别是地下部生物量的降幅更大, 与其他ENMs对小麦、玉米等的研究结果一致, 这可能是由于植物地下部与土壤中ENMs直接接触, 导致地下部受到的伤害更大[40]。WANG等[12]研究发现纳米Fe3O4对植物产生氧化胁迫, 地下部受到的胁迫作用比地上部更大, 并推测可能是纳米Fe3O4吸附在根表面, 或者进入根细胞, 破坏了根系的生理功能。根系生理功能的变化将影响其对营养物质的吸收。
纳米Fe3O4在10.0 mg·kg-1施加水平下减少了玉米根系对土壤中营养元素的吸收, 玉米根系N、P、K、Ca、Zn、Mg等元素含量几乎均显著下降。王卫中等[20]也发现纳米ZnO抑制了玉米根系对N、P、K、Fe、Cu等营养元素的吸收。此外, 当纳米Fe3O4为10.0 mg·kg-1施加水平时AM真菌侵染率的下降也将影响植物根系对营养元素的吸收。AM真菌侵染率与植物对营养元素的吸收之间存在密切关系[41]。AM真菌在促进宿主植物对土壤养分吸收, 尤其在P吸收方面有突出作用[31]。除了P, AM真菌对宿主植物N、K、Ca、Mg、Fe、Zn等营养元素吸收方面也具有一定的改善作用[41]。在10.0 mg·kg-1纳米Fe3O4施加水平下, 接种AM真菌显著促进玉米植株生长, 改善N、P、K、Ca、Zn、Mg等矿质营养, 这可能是由于接种AM真菌增加了其对植物根系的侵染率, 菌丝扩大了植物的根系范围和根的吸收面积, 增强了植物对营养的吸收能力[42]。在未施加纳米Fe3O4和施加低水平纳米Fe3O4处理下, 接种AM真菌对玉米植株生长和营养吸收的影响不明显, 这可能是因为在正常土壤条件下植物与土壤中AM真菌已形成比较稳定的互惠共生关系, 而低水平纳米Fe3O4未对玉米产生较明显的胁迫作用, 因而AM真菌未发挥作用, 表明AM真菌发挥作用有一个纳米Fe3O4阈值, 只有高于这个阈值, AM真菌才有助于植物抵抗逆境, 笔者前期研究发现AM真菌需在一定纳米Ag胁迫水平下才能发挥作用[20]。此外, AM真菌只能在一定程度范围内的重金属胁迫下起作用, 因为高浓度重金属可降低AM真菌活性和侵染过程, 进而影响AM真菌功能的正常发挥[33]。不仅胁迫程度可影响AM真菌的功能, 土壤P含量、AM真菌种类等均可影响AM真菌的功能[38-42]。因此, 在利用AM真菌进行生物污染修复时, 需考虑多种因素对AM真菌的影响。
3.3 纳米Fe3O4条件下接种AM真菌对玉米植株吸收和转运Fe的影响在重金属胁迫下, 随着土壤中重金属含量的增加,AM真菌侵染率和植物生长一般会降低, 而植物体内重金属含量则会增加[33]。金属ENMs处理下植物体内金属含量也随着土壤或沙培基质中金属ENMs含量的增加而增加[40, 43]。Fe作为植物生长必需的微量元素[44], 一般认为植物体内Fe含量达0.3 mg·g-1可保证植物正常生长, 若Fe含量过高,植物会出现中毒症状[45]。在施加0.1、1.0和10.0 mg·kg-1纳米Fe3O4处理下, 玉米植株地上部Fe含量分别达0.34、0.56和0.65 mg·g-1。但纳米Fe3O4仅在10.0 mg·kg-1施加水平下降低了玉米植株地上部和地下部生物量, 表明该玉米品种对纳米Fe3O4有一定的抗性。ZHU等[11]研究发现纳米Fe3O4被植物根系吸收, 并转运至植物其他组织。GHAFARIYAN等[45]也在植物体内发现纳米Fe3O4, 并发现纳米Fe3O4可随着叶片的水分蒸发在叶片边缘积累。TEM观察发现纳米Fe3O4分布在植物根系细胞内。有研究[40-42]发现其他金属ENMs, 如纳米ZnO、纳米Ag和纳米氧化铜(CuO)处理下, 植物体内相应的Zn、Ag、Cu等含量增加, 且DIMKPA等[43]通过TEM发现植物体内Ag是以纳米形式存在的, 并发现纳米Ag可能直接被植物吸收, 或者纳米Ag释放的Ag离子被植物吸收转运后, 在植物体内被还原[46]。
AM真菌改变植物体内重金属含量是其提高植物抗逆性的一个重要机制[47]。在重金属污染条件下, CHEN等[48]研究发现接种AM真菌增加了植物地下部Zn含量, 减少了Zn往地上部的转运。刘德良等[49]研究指出接种AM真菌可增加植物对重金属Cd、Zn等的吸收。纳米Fe3O4在10.0 mg·kg-1施加水平下, 接种AM真菌在促进玉米生长的同时增加了玉米地下部Fe含量和总Fe吸收量, 降低了玉米地上部Fe含量和Fe转运率, 该结果与纳米ZnO处理下接种AM真菌增加了Zn在植物地下部的分配比例类似[20]。这可能是由于接种AM真菌改变了植物根系表面, 从而影响了其对重金属的吸附作用。植物根系表面在接种与未接种AM真菌处理之间是不同的。例如, SUBRAMANIAN等[50]指出AM真菌可提高植物根系密度和根系表面积。利用微计算机断层扫描技术(micro computed tomography, micro-CT)也发现AM真菌促进了植物根系的发育[21]。此外, 菌丝密度增多也是AM真菌侵染植物根系的作用结果[51]。AM真菌的菌丝已被发现其表面积是根系表面的100多倍, 且菌丝具有较强的吸收重金属能力[17], 菌丝的重金属含量远远高于根系内含量[47]。因此, 接种AM真菌后, 重金属被固定在菌丝组织中, 减少了其向植物地上部的转运, 是降低重金属对宿主植物毒害的重要机制。DIMKPA等[15]发现固氮微生物(PcO6) 降低了植物地上部和地下部Cu含量, 缓解了纳米CuO对植物的毒性效应。这可能是因为不同微生物对ENMs的植物效应、作用方式等的影响不同。因此, ENMs与植物-微生物之间的关系值得深入探讨。
4 结论通过模拟不同纳米Fe3O4污染水平的土壤, 发现10.0 mg·kg-1的纳米Fe3O4可对玉米植株和AM真菌产生一定的毒性效应, 降低了AM真菌侵染率和玉米植株对养分的吸收, 抑制了玉米植株生物量的累积, 同时Fe在玉米植株地上部累积量随着纳米Fe3O4处理浓度的增加而增加。
接种AM真菌在一定程度上缓解了纳米Fe3O4对玉米植株生物量、养分含量和AM真菌的毒害作用, 增加了Fe在玉米根系的分配比例, 减少了Fe向玉米植株地上部的转运。因此, 在未来纳米Fe3O4污染的土壤中, 接种AM真菌有利于提高玉米植株对纳米Fe3O4的抵抗能力。
[1] |
NOWACK B. The Behavior and Effects of Nanoparticles in the Environment[J]. Environmental Pollution, 2009, 157(4): 1063-1064. DOI:10.1016/j.envpol.2008.12.019 (0) |
[2] |
CORNELIS G, HUND-RINKE K, KUHLBUSCH T, et al. Fate and Bioavailability of Engineered Nanoparticles in Soils:A Review[J]. Critical Reviews in Environmental Science and Technology, 2014, 44(24): 2720-2764. DOI:10.1080/10643389.2013.829767 (0) |
[3] |
GOTTSCHALK F, SONDERER T, SCHOLZ R W, et al. Modeled Environmental Concentrations of Engineered Nanomaterials (TiO2, ZnO, Ag, CNT, Fullerenes) for Different Regions[J]. Environmental Science & Technology, 2009, 43(24): 9216-9222. (0) |
[4] |
SUN T Y, GOTTSCHALK F, HUNGERBVHLER K, et al. Comprehensive Probabilistic Modelling of Environmental Emissions of Engineered Nanomaterials[J]. Environmental Pollution, 2014, 185(9): 69-76. (0) |
[5] |
SIMONIN M, RICHAUME A. Impact of Engineered Nanoparticles on the Activity, Abundance, and Diversity of Soil Microbial Communities:A Review[J]. Environmental Science and Pollution Research International, 2015, 22(18): 13710-13723. DOI:10.1007/s11356-015-4171-x (0) |
[6] |
NOWACK B, RANVILLE J F, DIAMOND S, et al. Potential Scenarios for Nanomaterial Release and Subsequent Alteration in the Environment[J]. Environmental Toxicology and Chemistry, 2012, 31(1): 50-59. DOI:10.1002/etc.726 (0) |
[7] |
TOURINHO P S, VAN GESTEL C A M, LOFTS S, et al. Metal-Based Nanoparticles in Soil:Fate, Behavior, and Effects on Soil Invertebrates[J]. Environmental Toxicology and Chemistry, 2012, 31(8): 1679-1692. DOI:10.1002/etc.v31.8 (0) |
[8] |
RUFFINI C M, CREMONINI R. Nanoparticles and Higher Plants[J]. Caryologia, 2009, 62(2): 161-165. DOI:10.1080/00087114.2004.10589681 (0) |
[9] |
YIN L Y, CHENG Y W, ESPINASSE B, et al. More Than the Ions:The Effects of Silver Nanoparticles on Lolium multiflorum[J]. Environmental Science & Technology, 2011, 45(6): 2360-2367. (0) |
[10] |
SERVIN A D, CASTILLO-MICHEL H, HERNANDEZ-VIEZCAS J A, et al. Synchrotron Micro-XRF and Micro-XANES Confirmation of the Uptake and Translocation of TiO2 Nanoparticles in Cucumber (Cucumis sativus) Plants[J]. Environmental Science & Technology, 2012, 46(14): 7637-7643. (0) |
[11] |
ZHU H, HAN J, XIAO J Q, et al. Uptake, Translocation, and Accumulation of Manufactured Iron Oxide Nanoparticles by Pumpkin Plants[J]. Journal of Environmental Monitoring, 2008, 10(6): 713-717. DOI:10.1039/b805998e (0) |
[12] |
WANG H H, KOU X M, PEI Z G, et al. Physiological Effects of Magnetite (Fe3O4) Nanoparticles on Perennial Ryegrass (Lolium perenne L.) and Pumpkin (Cucurbita mixta) Plants[J]. Nanotoxicology, 2011, 5(1): 30-42. DOI:10.3109/17435390.2010.489206 (0) |
[13] |
GE Y, PRIESTER J H, MORTIMER M, et al. Long-Term Effects of Multiwalled Carbon Nanotubes and Graphene on Microbial Communities in Dry Soil[J]. Environmental Science & Technology, 2016, 50(7): 3965-3974. (0) |
[14] |
WAGG C, JANSA J, SCHMID B, et al. Belowground Biodiversity Effects of Plant Symbionts Support Aboveground Productivity[J]. Ecology Letters, 2011, 14(10): 1001-1009. DOI:10.1111/ele.2011.14.issue-10 (0) |
[15] |
DIMKPA C O, MCLEAN J E, BRITT D W, et al. Nano-CuO and Interaction With Nano-ZnO or Soil Bacterium Provide Evidence for the Interference of Nanoparticles in Metal Nutrition of Plants[J]. Ecotoxicology, 2015, 24(1): 119-129. DOI:10.1007/s10646-014-1364-x (0) |
[16] |
SMITH S E, READ D J. Mycorrhizal Symbiosis[M]. New York, USA: Academic Press, 2008, 525-535.
(0) |
[17] |
陈保冬, 李晓林, 朱永官. 丛枝菌根真菌菌丝体吸附重金属的潜力及特[J]. 菌物学报, 2005, 24(2): 283-291. CHEN Bao-dong, LI Xiao-lin, ZHU Yong-guan. Characters of Metal Adsorption by AM Fungal Mycelium[J]. Mycosystema, 2005, 24(2): 283-291. (0) |
[18] |
王发园, 林先贵. 丛枝菌根真菌对污染土壤中农产品质量安全的影响[J]. 土壤学报, 2008, 45(6): 1142-1147. WANG Fa-yuan, LIN Xian-gui. Effect of Arbuscular Mycorrhizal Fungion Quality Safety of Farm Products in Contaminated Soils[J]. Acta Pedologica Sinica, 2008, 45(6): 1142-1147. (0) |
[19] |
MIRANSARI M. Contribution of Arbuscular Mycorrhizal Symbiosis to Plant Growth Under Different Types of Soil Stress[J]. Plant Biology, 2010, 12(4): 563-569. (0) |
[20] |
王卫中, 王发园, 李帅, 等. 丛枝菌根影响纳米ZnO对玉米的生物效应[J]. 环境科学, 2014, 35(8): 3135-3141. WANG Wei-zhong, WANG Fa-yuan, LI Shuai, et al. Arbuscular Mycorrhizal Symbiosis Influences the Biological Effects of Nano-ZnO on Maize[J]. Environmental Science, 2014, 35(8): 3135-3141. (0) |
[21] |
FENG Y Z, CUI X C, HE S Y, et al. The Role of Metal Nanoparticles in Influencing Arbuscular Mycorrhizal Fungi Effects on Plant Growth[J]. Environmental Science & Technology, 2013, 47(16): 9496-9504. (0) |
[22] |
ZHU Y G, SMITH F A, SMITH S E. Phosphorus Efficiencies and Responses of Barley (Hordeum vulgare L.) to Arbuscular Mycorrhizal Fungi Grown in Highly Calcareous Soil[J]. Mycorrhiza, 2003, 13(2): 93-100. DOI:10.1007/s00572-002-0205-6 (0) |
[23] |
MOLDAY R S.Magnetic Iron-Dextran Microspheres:US, US4452773[P].1984.
(0) |
[24] |
LIAO J P, LIN X G, CAO Z H, et al. Interactions Between Arbuscular Mycorrhizae and Heavy Metals Under Sand Culture Experiment[J]. Chemosphere, 2003, 50(6): 847-853. DOI:10.1016/S0045-6535(02)00229-1 (0) |
[25] |
HE S Y, FENG Y Z, NI J, et al. Different Responses of Soil Microbial Metabolic Activity to Silver and Iron Oxide Nanoparticles[J]. Chemosphere, 2016, 147: 195-202. DOI:10.1016/j.chemosphere.2015.12.055 (0) |
[26] |
PRIESTER J H, GE Y, MIELKE R E, et al. Soybean Susceptibility to Manufactured Nanomaterials With Evidence for Food Quality and Soil Fertility Interruption[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2012, 109(37): E2451-E2456. DOI:10.1073/pnas.1205431109 (0) |
[27] |
鲁如坤. 土壤农业化学分析方法[M]. 北京: 中国农业科技出版社, 2000. LU Rui-kun. Soil Argrochemistry Analysis Protocoes[M]. Beijing: China Agriculture Science Press, 2000. (0) |
[28] |
GIOVANNETTI M, MOSSE B. An Evaluation of Techniques for Measuring Vesicular-Arbuscular Mycorrhizal Infection in Roots[J]. New Phytologist, 1980, 84(3): 489-500. DOI:10.1111/j.1469-8137.1980.tb04556.x (0) |
[29] |
THOMAS R L, SHEARD R W, MOYER J R. Comparison of Conventional and Automated Procedures for Nitrogen Phosphorus and Potassium Analysis of Plant Material Using a Single Digestion[J]. Agronomy Journal, 1967, 59(3): 240-243. DOI:10.2134/agronj1967.00021962005900030010x (0) |
[30] |
WANG Z Y, XIE X Y, ZHAO J, et al. Xylem-and Phloem-Based Transport of CuO Nanoparticles in Maize (Zea mays L.)[J]. Environmental Science & Technology, 2012, 46(8): 4434-4441. (0) |
[31] |
SMITH S E, READ D J. Mycorrhizal Symbiosis[M]. London, UK: Academic Press, 1997, 13-116.
(0) |
[32] |
秦子娴, 朱敏, 郭涛. 干旱胁迫下丛枝菌根真菌对玉米生理生化特性的影响[J]. 植物营养与肥料学报, 2013, 19(2): 510-516. QIN Zi-xian, ZHU Min, GUO Tao. Influence of Mycorrhizal Inoculation on Physiological and Biochemical Characteristics of Maize (Zea mays) Under Water Stress[J]. Plant Nutrition and Fertilizer Science, 2013, 19(2): 510-516. DOI:10.11674/zwyf.2013.0229 (0) |
[33] |
张旭红, 林爱军, 张莘, 等. Cu污染土壤接种丛枝菌根真菌对旱稻生长的影响[J]. 环境工程学报, 2012, 6(5): 1677-1681. ZHANG Xu-hong, LIN Ai-jun, ZHANG Xin, et al. Effects of Arbuacular Mycorrhizal Fungi(AMF) on Growth of Upland Rice in Soil Contaminated by Cu[J]. Chinese Journal of Environmental Engineering, 2012, 6(5): 1677-1681. (0) |
[34] |
HU J L, LIN X G, WANG J H, et al. Arbuscular Mycorrhizal Fungus Enhances P Acquisition of Wheat (Triticum aestivum L.) in a Sandy Loam Soil With Long-Term Inorganic Fertilization Regime[J]. Applied Microbiologyand Biotechnology, 2010, 88(3): 781-787. DOI:10.1007/s00253-010-2791-0 (0) |
[35] |
李帅, 刘雪琴, 王发园, 等. 纳米氧化锌、硫酸锌和AM真菌对玉米生长的影响[J]. 环境科学, 2015, 36(12): 4615-4622. LI Shuai, LIU Xue-qin, WANG Fa-yuan, et al. Effects of ZnO Nanoparticles' ZnSO4 and Arbuscular Mycorrhizal Fungus on the Growth of Maize[J]. Environmental Science, 2015, 36(12): 4615-4622. (0) |
[36] |
AUFFAN M, ACHOUAK W, ROSE J, et al. Relation Between the Redox State of Iron-Based Nanoparticles and Their Cytotoxicity Toward Escherichia coli[J]. Environmental Science & Technology, 2008, 42(17): 6730-6735. (0) |
[37] |
DANIELL T J, HUSBAND R, FITTER A H, et al. Molecular Diversity of Arbuscular Mycorrhizal Fungi Colonising Arable Crops[J]. FEMS Microbiology Ecology, 2001, 36(2/3): 203-209. (0) |
[38] |
HU J L, WANG H S, WU F Y, et al. Arbuscular Mycorrhizal Fungi Influence the Accumulation and Partitioning of Cd and P in Bashfulgrass (Mimosa pudica L.) Grown on a Moderately Cd-Contaminated Soil[J]. Applied Soil Ecology, 2014, 73: 51-57. DOI:10.1016/j.apsoil.2013.08.010 (0) |
[39] |
LIN D H, TIAN X L, WU F C, et al. Fate and Transport of Engineered Nanomaterials in the Environment[J]. Journal of Environmental Quality, 2010, 39(6): 1896-1908. DOI:10.2134/jeq2009.0423 (0) |
[40] |
DIMKPA C O, MCLEAN J E, LATTA D E, et al. CuO and ZnO Nanoparticles:Phytotoxicity, Metal Speciation, and Induction of Oxidative Stress in Sand-Grown Wheat[J]. Journal of Nanoparticle Research, 2012, 14(9): 1125-1129. DOI:10.1007/s11051-012-1125-9 (0) |
[41] |
MIRANSARI M. Arbuscular Mycorrhizal Fungi and Uptake of Nutrients[J]. Symbiotic Endophytes, 2013, 37: 253-270. DOI:10.1007/978-3-642-39317-4 (0) |
[42] |
MIRANSARI M. Plant, Mycorrhizal Fungi, and Bacterial Network[J]. Plant Signaling:Understanding the Molecular Crosstalk, 2013, 315-325. (0) |
[43] |
DIMKPA C O, MCLEAN J E, MARTINEAU N, et al. Silver Nanoparticles Disrupt Wheat (Triticum aestivum L.) Growth in a Sand Matrix[J]. Environmental Science & Technology, 2013, 47(2): 1082-1090. (0) |
[44] |
MARTIN J H, COALE K H, JOHNSON K S, et al. Testing the Iron Hypothesis in Ecosystems of the Equatorial Pacific Ocean[J]. Nature, 1994, 371(6493): 123-129. DOI:10.1038/371123a0 (0) |
[45] |
GHAFARIYAN M H, MALAKOUTI M J, DADPOUR M R, et al. Effects of Magnetite Nanoparticles on Soybean Chlorophyll[J]. Enviromental Science & Technology, 2013, 47(18): 10645-10652. (0) |
[46] |
HAVERKAMP R G, MARSHALL A T. The Mechanism of Metal Nanoparticle Formation in Plants:Limits on Accumulation[J]. Journal of Nanoparticle Research, 2009, 11(6): 1453-1463. DOI:10.1007/s11051-008-9533-6 (0) |
[47] |
TOLER H D, MORTON J B, CUMMING J R. Growth and Metal Accumulation of Mycorrhizal Sorghum Exposed to Elevated Copper and Zinc[J]. Water, Air, and Soil Pollution, 2005, 164(1): 155-172. (0) |
[48] |
CHEN B D, LI X L, TAO H Q, et al. The Role of Arbuscular Mycorrhiza in Zinc Uptake by Red Clover Growing in a Calcareous Soil Spiked With Various Quantities of Zinc[J]. Chemosphere, 2003, 50(6): 839-846. DOI:10.1016/S0045-6535(02)00228-X (0) |
[49] |
刘德良, 杨期和. 接种丛枝菌根对鬼针草吸收煤矿区土壤重金属的影[J]. 生态与农村环境学报, 2013, 29(3): 342-347. LIU De-liang, YANG Qi-he. Effect of Inoculation of Arbuscular Mycorrhizal Fungi on Bidens bipinnata Absorbing Soil Heavy Metals in Coal Mining Area[J]. Journal of Ecology and Rural Environment, 2013, 29(3): 342-347. (0) |
[50] |
SUBRAMANIAN K S, SANTHANAKRISHNAN P, BALASUBRAMANIAN P. Responses of Field Grown Tomato Plants to Arbuscular Mycorrhizal Fungal Colonization Under Varying Intensities of Drought Stress[J]. Scientia Horticulturae, 2006, 107(3): 245-253. DOI:10.1016/j.scienta.2005.07.006 (0) |
[51] |
DONG Y, ZHU Y G, SMITH F A, et al. Arbuscular Mycorrhiza Enhanced Arsenic Resistance of Both White Clover (Trifolium repens L.) and Ryegrass (Lolium perenne L.) Plants in an Arsenic-Contaminated Soil[J]. Environmental Pollution, 2008, 155(1): 174-181. DOI:10.1016/j.envpol.2007.10.023 (0) |